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B978-3-437-22194-1.00002-6

10.1016/B978-3-437-22194-1.00002-6

978-3-437-22194-1

Abb. 2.1

[L106]

Seldinger-Technik. Seldinger-TechnikHäufig angewandte Technik bei zentralvenösen oder arteriellen Punktionen. Der Katheter wird über einen Führungsdraht in das Gefäß vorgeschoben. Vorteil: geringere Traumatisierung, niedrigeres Infektionsrisiko

Abb. 2.2

[L106]

Punktion der V. subclavia

Abb. 2.3

[L106]

Punktion der V. jugularis interna

Abb. 2.4

[L106]

ZVD-Messung Venendruck, zentralerMessung

Abb. 2.5

[L106]

Arterielle Punktion

Abb. 2.6

[L106]

Punktion der A. radialis

Abb. 2.7

[L106]

Lagerung des Pat. bei PleurapunktionLagerungPleurapunktion

Abb. 2.8

[L106]

Pleurapunktion

Abb. 2.9

[L106]

Lumbalpunktion Lumbalpunktion

Abb. 2.10

[L106]

Peritonealpunktion Peritonealpunktion

Abb. 2.11

[L157]

Portsystem

Abb. 2.12

[L106]

BeckenkammpunktionBeckenkammpunktion

Abb. 2.13

[L106]

Ösophaguskompressionssonden

Abb. 2.14

[L106]

Thoraxdrainage ThoraxdrainagePleuradrainage

Abb. 2.15

[L106]

Drei-Flaschen-Drei-Flaschen-SystemSystem

Befunde OberbauchsonografieStauungsniereSonografieProstataSonografiePankreasSonografieNiereSonografieMilzSonografieLeberSonografieGallengangSonografieGallenblaseSonografieAortaSludge-PhänomenRestharnbestimmungProstataSonografiePankreatitis, akuteSonografiePankreatitis, chronischeSonografieNiereZystenNiereSonografieNiereNormvariantenNephrolithiasisSonografieNebenmilzMilzSonografieMilzRupturMilzInfarktMetastasenSonografieLeberSonografieHyperplasie, fokal noduläreHypernephromSonografieHydronephroseHepatozelluläres KarzinomSonografieHämangiomGallenblasenkarzinomSonografieGallenblasenempyemFokal noduläre HyperplasieSonografieFettleber, diabetischeSonografieEchinokokkoseSonografieCholezystolithiasisSonografieCholezystitisSonografieCholesterinpolypenCholelithiasisSonografieAortenaneurysma, SonografieAngiomyolipomAdenomSonografie

Tab. 2.1
Diagnose Größe Echogenität Echostruktur Kontur (kaudaler Leberrand) Bemerkungen
Leber
Normalbefund 10–14 cm (Sagittalschnitt MCL) Echoreicher als Nierenparenchym Fein, gleichmäßig Spitz ausgezogen Elastische Verformbarkeit durch Palpation
Diffuse Parenchymveränderungen
Akute Hepatitis ↑ (in 65 %) Wenig verändert Wenig verändert Geringe Erweiterung der Gallengänge bei kontrahierter Gallenblase
Fettleber Vergröbert, gleichmäßig verdichtet Stumpfwinklig DD zu Speicherkrankheiten (z. B. Hämosiderose) schwierig
Alkoholische Zirrhose (Fettzirrhose) ↑ oder ↓ Vergröbert, unregelmäßig verdichtet Verplumpt, Kontur glatt bis feinwellig Starre des Organs bei Palpation
Postnekrotische Zirrhose ↑ oder ↓ Relativ echoarm Unregelmäßig Ventral- und Dorsalfläche feinwellig bis höckrig Typischerweise Atrophie des re Leberlappens, Hypertrophie des Lobus caudatus
Fokale Läsionen
Metastasen Meist unregelmäßig Unregelmäßig ~30 % echodicht (mit echoarmem Randsaum), ~60 % echoarm Meist unregelmäßig Auftreten solitär oder multipel. Morphologie lässt keinen Rückschluss auf Histologie zu
Leberzell-Ca Unregelmäßig Unregelmäßig ~60 % echoreich, Rest echoarm bis komplex Unregelmäßig, evtl. echoarme Nekrosezonen Häufig multifokales Wachstum. Tumorgröße wird sonografisch eher unterschätzt
Hämangiom Glatt Rundoval Echoreich, häufig dorsale Schallverstärkung Regelmäßig, bei größerem Hämangiom evtl. zunächst unregelmäßig Kein echoarmer Randsaum (DD zur Metastase). In 10 % multiples Vorkommen
Fokale Verfettung Meist scharf begrenzt Rundlich oder geometrisch konfiguriert Echodicht Meist regelmäßig DD zu anderen echodichten Läsionen schwierig. Normaler Verlauf und Weite der Lebergefäße
Adenome Glatt, manchmal polyzyklisch Rundoval Variabel Regelmäßig Keine richtungweisenden Sonokriterien → weiterführende Diagn.
FNH Glatt, manchmal polyzyklisch Rundoval Variabel Regelmäßig Keine richtungweisenden Sonokriterien → weiterführende Diagn.
Kongenitale Zyste Glatt Rund, ovalär, manchmal polyzyklisch Echofrei, dorsale Schallverstärkung Echofrei In 30 % multiples Auftreten
Echinococcus E. cysticus: glatt Rundlich, evtl. Tochterzysten Typisch girlandenförmige oder speichenradförmige Binnenstruktur. Häufig Verkalkungen der Zystenwand DD zur kongenitalen Zyste: verdickte Wand
E. alveolaris: unscharf Unregelmäßig, raumfordernd Zentral reflexfreie Höhlensysteme, evtl. schollige Verkalkungen
Liquide Prozesse (Hämatom, Abszess) Meist unscharf Unregelmäßig Echoarm, jedoch meist Binnenechos (DD zur Zyste) Bei Hämatom mit Organisationsgrad zunehmende echoreiche Binnenreflexe
Gallenblase
Normalbefund
  • Größe: Länge 6–12 cm, Dicke: < 3,5 cm (a. p.)

  • Wanddicke (ventrale Wand): ≤ 3 mm, in kontrahiertem Zustand bis 5 mm

Gallenstein
  • Echodichter intravesikaler Reflex

  • Schallschatten (manchmal fehlend)

  • Lageveränderlichkeit

Polypen Abgrenzung zwischen Cholesterinpolypen und Adenomen manchmal schwierig:
  • Cholesterinpolypen: typischerweise wandständige, echoreiche Strukturen (meist multiples Vorkommen) ohne Schallschatten; meist < 5 mm

  • Adenome meist solitär, nicht dir. wandassoziiert (gestielt), meist > 5 mm

Gallenblasen-Ca Sonografische Verdachtsmomente:
  • Wandassoziierte, breitbasige polypoide Läsion

  • Wandverdickung mit inhomogener Echostruktur, unregelmäßige Wandbegrenzung

  • Vollständig von inhomogenen Reflexen ausgefüllte Gallenblase

  • Meist Konkrementnachweis

Cave: keine spezif. Malignitätskriterien, DD zur chron. Cholezystitis schwierig
Akute Cholezystitis Wandverdickung (> 3,5 mm). Im Initialstadium dreischichtiger Wandaufbau, danach echoreiche Wand mit echoarmem Randsaum (Pericholezystitis). Meist Volumenzunahme (a. p. Ø > 4 cm), Druckdolenz bei Palpation, Sludge-Phänomen (feine, homogene Reflexe am Gallenblasenboden). Bei Gallenblasenempyem flockige Verdichtungen im Sludge, evtl. membranartige Reflexbänder
Chron. Cholezystitis
  • Inhomogene Wandverdickung (ohne kontinuierliche Schichtung), echoreiche Wandeinlagerungen, evtl. lamelläre Wandkalzifikationen

  • Konkrementnachweis

  • Verminderte Kontraktilität

  • Lumen füllende Reflexe („weiße Gallenblase“)

  • Größenminderung (Schrumpfgallenblase)

Gallengang
Normalbefund
  • Weite: proximal (Hepatikusgabel) 2–4 mm, distal 4–6 mm (Innen-Ø)

  • Bei Z. n. Cholezystektomie Erweiterung bis max. 9–11 mm

  • Gallengang meist ab Hepatikusgabel darstellbar. Intrahepatische Gallengänge sind nur bei biliärer Obstruktion sichtbar

Pankreas
Normalbefund Homogene Echostruktur. Echogenität entspricht der gesunden Leber, im Alter nimmt sie zu; a. p. Ø (Pankreaskopf) 2–3 cm, Korpus (ventral der A. mesenterica sup.) 1,5–2 cm, Weite des Ductus pancreaticus < 3–4 mm
Akute Pankreatitis Sonografische Stadieneinteilung (nach Gladisch):
  • Stadium I: unauffälliges Organ, evtl. Vergrößerung und/oder leicht verminderte Echogenität

  • Stadium II: unscharfe Kontur, vermehrter Organ-Ø, verminderte Echogenität. Echostruktur homogen bis heterogen, peripankreatische pararenale Flüssigkeitsansammlungen

  • Stadium III: zerfließende Organkontur, Echostruktur inhomogen scheckig mit reflexarmen bis freien Arealen, Nekrosestraßen, Pseudozysten

Chron. Pankreatitis Inhomogenes Reflexmuster, unregelmäßig erweiterter Pankreasgang. Evtl. Retentionszysten. In frühen Stadien manchmal vermehrter Organ-Ø, später Schrumpfung. Zunahme der Echogenität, evtl. schollige Verkalkungen oder reflexreiche intraduktale Präzipitate
Pankreas-Ca Lokalisation: 70 % Kopf, 25 % Korpus. Umschriebene Organvergrößerung, evtl. Konturunschärfe. Echogenität meist etwas herabgesetzt, Echostruktur homogen. Homogen dilatierter Ductus pancreaticus. Cave: keine typischen Malignitätskriterien, schwierige DD: fokale Pankreatitis
Nieren
Normalbefund Größe und Form sehr variabel. Grenzwerte für Längs-Ø 8–12 cm. Parenchymbreite 13–18 mm. Lumen des Nierenbeckens beim nüchternen Pat. nicht darstellbar
Normvarianten (10 %)
  • Einseitige Agenesie (1 ‰), meist linksseitig

  • Hypoplasie: Nierengröße < 50 % der Norm. Regelrechte Parenchymstruktur, regelrechte Parenchym-Sinus-Relation. Kompensatorische Hypertrophie der kontralateralen Niere

  • Nierenektopie: z. B. Beckenniere

  • Hufeisenniere: Parenchymbrücke ventral der Aorta

  • Doppelt angelegtes Nierenhohlraumsystem: Parenchymbrücke durch den Sinus renalis

  • Milzbuckel: meist linksseitig am lateralen Parenchymsaum

  • Hypertrophische Columnae renales: rundliche Vorwölbung in den Sinus renalis

  • Renkulierung (3–4 %): lateraler Parenchymsaum glattwellig konturiert, polyzyklische Parenchymstruktur

  • Fetale Lappung: (inkomplette Lappenfusion) meist im kranialen Abschnitt Demarkierung eines Parenchymsegments durch einen echodichten Reflexsaum

Nierenzysten Hypodens bis reflexfrei, dorsale Schallverstärkung. Häufigster „path.“ Sonobefund der Nieren (ohne Krankheitswert). Vorkommen solitär oder multipel. Lokalisation innerhalb des Parenchyms oder diesem aufsitzend. Parapelvine Zysten liegen im Sinus renalis
Nephrolithiasis Echoreicher Reflex zentral oder peripher im Sinus renalis. Häufig ist nur ein Schallschatten nachweisbar (da der Sinus renalis ebenfalls reflexreich ist)
Nieren
Stauungsniere und Hydronephrose
  • 1. Grad: Kelchgruppen gestaut, aber differenzierbar, echoarme Aufweitung des Nierenbeckens

  • 2. Grad: Kelchgruppen zusammenfließend

  • 3. Grad: Hydronephrose mit zunehmender Verschmälerung des Parenchymsaums

Angiomyolipom Häufigster gutartiger Nierentumor. Glatt begrenzte, echoreiche Raumforderung, meist homogene Echostruktur, Größe meist < 3 cm
Hypernephrom Sehr vielfältige Sonomorphologie: rundliche bis polyzyklische Begrenzung, meist unregelmäßig, evtl. mit zipfligen Ausziehungen. Meist relativ echoarm oder isoechogen. Echostruktur homogen bis unregelmäßig, evtl. schollige Verdichtungen, ggf. mit Schallschatten. Evtl. Thromben in V. renalis oder V. cava
Milz
Normalbefund Untersuchung in Exspiration (wegen Überlagerung durch Lunge). Größe und Form der Milz sind sehr variabel. Grenzwerte: Dicke (Tiefe) 4 cm, Breite 7 cm, Länge 11 cm („4711-Regel“). Für die Diagnose „Splenomegalie“ müssen mind. 2 der 3 Parameter vergrößert sein. Normvariante: Nebenmilz, oft multiples Vorkommen. Lokalisation meist im Milzhilus, kugelige Form, Echokriterien wie normales Milzparenchym
Milzinfarkt
  • Keilförmige Binnenstruktur, zunächst isoechogen, dann echoarm bis echoleer. Im Verlauf der Organisation echoreiche Reflexe als Residuen

  • Kalzifikationen, Pseudozysten, Einziehung der Oberfläche

Trauma
  • Intralienales Hämatom: echoarme bis -freie Läsion mit unregelmäßiger Begrenzung

  • Milzruptur: echoarme bis echofreie perilienale Raumforderung in Milzloge. Im Frühstadium evtl. nur diskreter echoarmer perilienaler Randsaum. Ruptur selbst oft nicht darstellbar

Aorta
Normalbefund Lumenweite im oberen Anteil < 2,5 cm, in Bifurkationshöhe < 2 cm
Aortenaneurysma Konzentrische oder exzentrische Aufweitung > 3,5 cm, meist teilthrombosiert
Prostata
Prostata (normal: 3,5 × 3,0 × 4 cm)
  • Blasenboden angehoben: spricht für Prostatahypertrophie

  • Lappenstruktur erhalten? Prostata-Ca?

Restharn
Restharnbestimmung (ml)
  • Breite (cm) × Höhe × Länge × 0,52

  • Normal: 10–30 ml nach spontaner Miktion

Material: Blutröhrchen mit folgenden Zusätzen

Tab. 2.2
Zusätze Zweck, Beispiele
Plastikkügelchen Serologie, Kreuzprobe, klin. Chemie
Na+-Zitrat 3,8 % Gerinnungstests, BSG (20)
Na+-Heparin Klin. Chemie, BGA, HLA-Typisierung, ionisiertes Ca2+
EDTA Hämatologie, HbA1c
Na+-Fluorid Laktat und Glukose

Farbkodierung von VenenkatheternVenenkatheterFarbkodierung

Tab. 2.3
Farbe Gelb Blau Rosa Grün/Weiß Weiß Grau Orange/Braun
Gauge (G) 24 22 20 18 17 16 14
Außendurchmesser (mm) 0,7 0,9 1,1 1,3 1,5 1,7 2,0
Innendurchmesser (mm) 0,4 0,6 0,8 1,0 1,1 1,2 1,7
Durchfluss (ml/Min.) 13 36 61 103/96 128 196 343
Durchfluss (l/h) 0,78 2,16 3,66 6,18/5,76 10,68 11,76 20,58
Stichlänge (mm) 19 25 33 33/45 45 50 50

AB0-AB0-SystemSystem

Tab. 2.4
Pat. der Blutgruppe darf erhalten: Ery-Konzentrat FFP
0 0 0, A, B, AB
A A, 0 A, AB
B B, 0 B, AB
AB AB, A, B, 0 AB

Sonderfall TK: Ideal ist die Transfusion AB0-identischer Konzentrate. Aus logistischen Gründen ist eine blutgruppeninkompatible Transfusion oft unvermeidbar (verkürzte Thrombozytenlebensdauer).

Blutkomponenten und ihre IndikationenThrombozytenkonzentratPlasmaproteinunverträglichkeitGerinnungsfaktorenkonzentratFresh Frozen PlasmaErythrozytenkonzentratBlutkomponenten

Tab. 2.5
Präparat Merkmale Indikationen/Besonderheiten
Erythrozytenkonzentrat (EK) Aus 1 Blutspende (450 ml) durch Zentrifugation und Entfernung von Buffy-Coat und Plasma gewonnen. Enthält geringe Mengen an Leukos und Thrombos! Lagerung bei + 4 °C je nach Stabilisator 3–5 Wo. Akute und chron. Anämien. Hb-Anstieg ca. 1 g/dl je EK. Immunisierung und Reaktionen im erythrozytären und im HLA-System möglich. Bei > 100 EK-Transfusionen Gefahr der sek. Hämochromatose (13.2.7)
Gefiltertes EK Gefiltertes TK (Leukozytendepletion) Durch Filter (spezielle Systeme) weitere Leuko- und Thrombozytenreduktion um 99–99,9 % (< Immunisierungsdosis). Cave: bei Leukozytendepletion von TK Verminderung der transfundierten Dosis der Thrombozyten bis zu 20 % Zur chron. Erythrozyten- oder Thrombozytensubstitution: hämatolog. Pat., geplante Transplantation, Immunsuppr., Brandverletzte sowie CMV-neg. Schwangere und Säuglinge
Gewaschenes EK Restplasma durch mehrfaches Aufschwemmen in NaCl 0,9 % und Abzentrifugation weitgehend entfernt; sofortige Transfusion Äußerst seltene Ind.: Plasmaproteinunverträglichkeit, selektiver IgA-Mangel des Empfängers
Thrombozytenkonzentrat (TK) Funktionell intakte Thrombozyten, im Plasma des Spenders resuspendiert. Lagerung bei RT unter ständiger maschineller Bewegung. Bis max. 5 d haltbar Bei häufigerer Anwendung mit speziellem TK-Filter leukozytenarm transfundieren (teuer)
Einzel-TK Aus 1 Blutspende gewonnen (etwa 0,5 × 1011 Thrombos in 50 ml Plasma) 4–6 Einfach-TK für Thrombo-Anstieg von ca. 30/nl erforderlich. Erhöhtes Infektions-/Immunisierungsrisiko
Pool-TK Zusammenführung von 4–8 blutgruppenkompatiblen Einzel-TK Erhöhtes Infektionsrisiko
Zellseparator-TK = Thrombozytapherese-TK Von 1 Spender gewonnen, etwa 2–4 × 1011 Thrombos in 200–300 ml Plasma Übliche Dosis für angestrebten Anstieg der Thrombos um 20–30/nl: 1 Thrombozytapherese-TK, geringere Immunisierungs- und Infektionsgefahr als bei Einzel- oder Pool-TK
Gefrorenes Frischplasma (GFP) = Fresh Frozen Plasma (FFP) Etwa 200 ml durch Zitrat ungerinnbares Plasma eines Spenders, Quarantänelagerung von 6 Mon. Plasmaproteine und Gerinnungsfaktoren in physiolog. Konz. Auftauen in speziellem Gerät, sofortige Transfusion Kein Volumenersatz! Klin. relevante Gerinnungsstörungen, z. B. bei Leberinsuff., Verbrauchskoagulopathie, massiver Blutverlust, Substitution von Faktor V und XI
Gerinnungsfaktorenkonzentrate, PPSB, Albumin, Immunglobuline Gepoolt aus Hunderten bis Tausenden von Einzelspenden Fertigarzneimittel, blutgruppenunabhängig, keine „Transfusion“, aber Chargendokumentation

Täglicher KalorienbedarftäglicherKalorienbedarf

Tab. 2.6
Nährstoff Bedarf/kg KG Beispiel (70 kg/24 h)
Eiweiß 1 g à 4 kcal 70 g × 4 kcal = 280 kcal
Kohlenhydrate 1 g à 4 kcal 210 g × 4 kcal = 840 kcal→ ca. 60 % der Nichtproteinkalorien
Fett 1 g à 10 kcal (normal: 9 kcal; höher bei Lipidemulsionen durch Stabilisatoren) 70 g × 10 kcal = 700 kcal→ 25–40 % der Nichtproteinkalorien
Summe = 1 820 kcal

Täglicher ElektrolyteTagesbedarfElektrolytbedarf

Tab. 2.7
Elektrolyt Bedarf/kg KG (mmol/kg KG) Bedarfsbereich/24 h (mmol/d) Beispiel (70 kg/24 h) (mmol)
Natrium 2 60–150 140
Kalium 1 40–100 70
Kalzium 0,1–0,2 2,5–7,5 7–14
Magnesium 0,1–0,2 4–12 7–14
Phosphat 0,2–0,5 10–30 14–35

Täglicher FlüssigkeitTagesbedarfFlüssigkeitsbedarf

Tab. 2.8
Bedarf/kg KG Beispiel (70 kg/24 h)
Wasser 30–40 ml/kg KG 2 100–2 800 ml

Anhaltspunkte für Parenterale ErnährungOsmolarität der ErnährungslösungOsmolarität

Tab. 2.9
mosmol/l
Voll-E'lyt-Lsg. bzw. NaCl 0,9 % 310
Voll-E'lyt-Lsg. mit Glukose 5 % 580
Voll-E'lyt-Lsg. mit Glukose 10 % 860
AS-Lsg. 10 %, E'lyt- und KH-frei 800
AS-Lsg. 10 %, mit KH 10 % und E'lyten 1 600
Fett-Lsg. 10 % 320
Fett-Lsg. 20 % 360

Kostaufbau bei gastraler Sondenlage

Tab. 2.10
Tag Nahrung Meist 1 ml = 1 kcal Menge/ml Laufrate ml/h Parenteral/ml
Anlagetag Stilles Wasser 500 100 1 000
Sondennahrung 250 50
1 Sondennahrung 500 100
Stilles Wasser 1 000 150
2 Sondennahrung 1 000 150
Stilles Wasser 1 000 150

Ergänzung von Flüssigkeit durch Erhöhung der Wassermenge möglich.

Ärztliche Arbeitstechniken

Hans-Björn Gehl

Arno J. Dormann

Annette Stute

Tanja Toermer

  • 2.1

    Bildgebende Diagnostik Hans-Björn Gehl25

    • 2.1.1

      Sonografie Oberbauch25

    • 2.1.2

      Andere bildgebende Verfahren30

  • 2.2

    Punktionen Arno J. Dormann und Tanja Toermer32

    • 2.2.1

      Periphere Venenpunktion32

    • 2.2.2

      Zentraler Venenkatheter (ZVK) und Pulmonaliskatheter34

    • 2.2.3

      Arterielle Punktion39

    • 2.2.4

      Pleurapunktion41

    • 2.2.5

      Lumbalpunktion (Liquorpunktion)43

    • 2.2.6

      Peritonealpunktion (Aszitespunktion)44

    • 2.2.7

      Implantierbarer Venenkatheter („Port“)45

  • 2.3

    Entnahme von Material für bakteriologische Untersuchungen Arno J. Dormann und Tanja Toermer47

    • 2.3.1

      Blutkulturen47

    • 2.3.2

      Urinkultur47

    • 2.3.3

      Sputum48

    • 2.3.4

      Bronchial- und Trachealsekret48

    • 2.3.5

      Stuhlprobe49

    • 2.3.6

      Abstriche49

    • 2.3.7

      OP-Material, Wundsekrete, Punktate50

    • 2.3.8

      Intravasale Katheter50

    • 2.3.9

      Materialgewinnung für Spezialuntersuchungen51

  • 2.4

    Biopsien Arno J. Dormann und Tanja Toermer52

    • 2.4.1

      Knochenmarkpunktion und -biopsie52

    • 2.4.2

      Leberbiopsie/Laparoskopie53

    • 2.4.3

      Nierenbiopsie54

  • 2.5

    Sonden und Drainagen Arno J. Dormann und Tanja Toermer54

    • 2.5.1

      Ösophaguskompressionssonde54

    • 2.5.2

      Magen- und Dünndarmsonden56

    • 2.5.3

      Postoperative Drainagen59

    • 2.5.4

      Blasenkatheter59

    • 2.5.5

      Pleuradrainage (Thoraxdrainage)61

  • 2.6

    Transfusion von Blutkomponenten Arno J. Dormann und Tanja Toermer63

    • 2.6.1

      Vorgehen bei Bluttransfusion63

    • 2.6.2

      Blutkomponenten und ihre Indikation65

    • 2.6.3

      Durchführung der Transfusion66

    • 2.6.4

      Unerwünschte Wirkungen nach Transfusionen (Transfusionsreaktionen)68

    • 2.6.5

      Infektionsrisiko durch Blutkomponenten69

    • 2.6.6

      Eigenblutspende69

  • 2.7

    Infusions- und Ernährungstherapie Annette Stute und Arno J. Dormann70

    • 2.7.1

      Tagesbedarf70

    • 2.7.2

      Substrate der parenteralen Ernährungstherapie71

    • 2.7.3

      Prinzipien der parenteralen Ernährung72

    • 2.7.4

      Stufenkonzept der parenteralen Ernährung74

  • 2.8

    Enterale Ernährung Annette Stute und Arno J. Dormann75

Bildgebende Diagnostik

Hans-Björn Gehl

Sonografie Oberbauch

Methode der Wahl in der Diagn. von SonografieOberbauchKonkrementen (Niere, Galle) und freier Flüssigkeit (Notfallind.). Außerdem Screeningmethode zum Nachweis fokaler (Tumor) oder diffuser Organerkr. (Leber-, Milz-, Nierenvergrößerung oder -schrumpfung) (Tab. 2.1). Eine begrenzte Sensitivität und Spezifität besteht bei der Detektion und DD von fokalen Lebererkr.
Durchführung
  • Vorbereitung: Untersuchung nach Möglichkeit nüchtern. Zur Darmgasreduktion evtl. Prämedikation mit Dimethylpolysiloxan (z. B. 20 Trpf. sab simplex®) am Vorabend und am Morgen vor der Untersuchung.

  • Störfaktoren: Problematisch sind adipöse und geblähte Pat. Luft verhindert die Darstellung dahinterliegender Organe vollständig, bei sehr adipösen Pat. ist die Eindringtiefe des Ultraschalls limitiert.

  • Die Untersuchung von lagevariablen oder kleinen Organen (Gallenblase, Nebennieren) kann durch Veränderung der Patientenpositionierung (Bauchlage, Stehen) erleichtert werden.

  • Die orale Applikation von Wasser kann zur Darstellung von Pankreas und Milzhilus hilfreich sein.

Andere bildgebende Verfahren

Anforderung
Bildgebende SonografieAnforderungVerfahren belasten den Pat. und das Budget und kosten Liegezeit. Gleichzeitig werden die bildgebenden, insb. die schnittbildgebenden Verfahren (CT, Spiral-CT, HR-CT, MRT usw.), immer differenzierter. Daher vor jeder Anordnung folgende Fragen kritisch prüfen:
  • Was will ich? z. B.: eine Routine-Staging-Untersuchung; eine gezielte präop. Organdiagn.? Betrifft meine Frage die Detektion oder die DD einer Erkr.?

  • Hat die Untersuchung wirklich Relevanz für die weitere Ther. („ther. Konsequenz“)?

  • Kann ich die Untersuchung vermeiden? Gibt es Voruntersuchungen, weniger belastende oder weniger invasive, kostengünstigere Alternativen?

  • Anfordern darf nur, wer die nötige Fachkunde besitzt, d. h. konventionelle Rö-Untersuchungen können z. B. mit der Fachkunde „Notfalldiagnostik“ angefordert werden. Falls keine Fachkunde vorhanden (z. B. für CT), wird immer der Radiologe die Ind. überprüfen müssen.

  • Zur Untersuchung immer exakte Fragestellungen (nicht: „MRT Kopf“ oder „CT Abdomen“ mit Frage: „Fokus“?) angeben, da der Radiologe nur dann die Ind. bestätigen und das geeignete Verfahren auswählen kann.

  • Routinemäßiges Screening asympt. Pat. (z. B. mit Sono) führt häufig zur Erhebung „unklarer“ Befunde, deren weitere Abklärung Zeit, Geld und Nerven kostet, aber selten zu relevanten Ergebnissen führt.

  • Bei Frauen im gebärfähigen Alter Schwangerschaft ausschließen. Sonst Rö nur bei dringender Ind.

Kontrastmitteluntersuchungen
Indikationen bei CT und MRT
  • Abgrenzung Kontrastmittelvon Gefäßen

  • DD oder Detektion einer Läsion

Die Ind. zur KM-Gabe ist häufig zwingend (z. B. DD Leberläsion/Gefäßdarstellung). Eine native Untersuchung ist oft kein Ersatz (auch nicht in der MRT).

Verwendete Kontrastmittel
  • Computertomografie:

    • Nichtionische jodhaltige Rö-KM: i. v. ApplikationKontrastmittelnichtionischesComputertomografie, Kontrastmittel

    • KI: GFR < 45 ml/Min. oder manifeste Hyperthyreose

  • Magnetresonanztomografie:

    • I. v. MagnetresonanztomografieKontrastmittelgadoliniumhaltigeKontrastmittelgadoliniumhaltiges Chelate ohne Nephrotoxizität

    • KI: bei GFR < 30 ml/Min Risiko – Nutzen - Abwägung

Kontrastmittelinduzierte Nephropathie durch iodhaltige Röntgenkontrastmittel
RisikofaktorenDiab. KontrastmittelnephropathieRisikofaktorenKontrastmitteliodhaltigesmell., Herzinsuff., vorbestehende Niereninsuff., Plasmozytom, hohe KM-Menge.
DiagnostikBei eingeschränkter Nierenfunktion eGFR < 60 ml/Min/1,7m2 bei intraarterieller Gabe und eGFR < 45 ml/Min./1,73m2 bei i. v. Gabe.
  • Eine alternative Untersuchungsmethode ist zu erwägen.

  • Nephrotoxische Medikamente soweit vertretbar absetzen, z. B. Diclofenac und andere nephrotoxische NSAR, Aminoglykosidantibiotika. Mannitol und Furosemid soweit möglich sogar 24 h vor KM-Gabe absetzen.

  • Bei einer GFR < 45 ml/Min. möglichst kein iodhaltiges Kontrastmittel geben.

  • Im Notfall und bei GFR 45–60 ml/Min./1,73m2 sorgfältige Nutzen-Risiko-Abwägung.

Metformin absetzen bei eGFR < 45ml/Min./1,73 m2, Hydrierung mit 1–1,5 ml/kg/h 6 h vor bis 6 h nach der Untersuchung, Überwachung der Klinik (Laktatazidose?) sowie Kontrolle von GFR, Plasma-Laktat und Blut-pH.
ProphylaxeSupportive KontrastmittelnephropathieProphylaxeMaßnahmen bei chron. Niereninsuff. ab GFR < 60 ml/Min.:
  • !

    Erfolgt auf Station.

  • Metformin-Pause (nur vor Jod-haltigen KM und eGFR < 45 ml/Min./1,73 m2!): 2 d vor und 2 d nach KM-Untersuchung.Hydrierung mit 1–1,5 ml/kg/h 6 h vor bis 6 h nach der Untersuchung (0,9 % NaCl).

  • Notfall-Pat.: Metformin ab dem Zeitpunkt der KM-Gabe absetzen. Nach der Untersuchung auf Zeichen einer Laktazidose achten. Wenn Serum-Kreatinin/eGFR unverändert zum Ausgangswert, 48 h nach KM-Gabe wieder mit Metformin beginnen.

TherapieBei iodhaltigen KM keine Abstimmung der Gabe mit dem Dialysetermin, keine zusätzliche Dialyse notwendig. Bei vorbestehender chron. Niereninsuff. und MR-KM-Gabe frühzeitige Dialysebehandlung und Abstimmung des Dialysetermins zur KM-Elimination geboten!
Iodinduzierte Hyperthyreose
ProphylaxeErfolgt auf Station.
  • Bei latenter Hyperthyreose (TSH basal < 0,3 uE/ml):

    • Perchlorat (Irenat®) 20°Trpf. mind. 2–4 h vor KM-Gabe; 3 × 20 Trpf. über 14 d.

    • Kontrolle von Klinik und Labor.

  • Bei manifester Hyperthyreose zusätzlich Thiamazol (z. B. 1 ×20–40 mg/d) über 14 d. KM-Gabe nur bei abs. Ind.! Kontrolle der SD-Parameter z. B. nach 14 d.

Geplante Schilddrüsendiagnostik vorher durchführen.

Kontrastmittelreaktion
Bei i. v. verabreichten KM kann es zu KM-KontrastmittelReaktionReaktionen kommen. Man unterscheidet dosisunabhängige KM-Reaktionen (Anaphylaxie) und chemisch-toxische NW mit Dosisabhängigkeit (Nephrotoxizität). Die Häufigkeit aller NW beträgt ca. 5 %, die lebensbedrohlicher NW liegt bei 0,006 %.

Ein erhöhtes Risiko besteht bei Pat. mit

  • KM-Zwischenfall in der Anamnese.

  • Polyvalenten Allergien: z. B. Heuschnupfen, atopisches Ekzem, Asthma.

  • Hyperreagiblem Bronchialsystem: Asthma, chron. obstruktive Bronchitis.

Klinik
  • Juckende Hautausschläge (manchmal erst am Tag nach der Untersuchung!).

  • Leichte bis mittelschwere KM-NW: Wärme, Hitzegefühl, Übelkeit, Brechreiz, Kribbeln, Parästhesien, Schmerzen.

  • Schwere KM-Zwischenfälle: Vasodilatation, Hypervolämie und Bradykardie bis zum Herz-Kreislauf-Stillstand.

ProphylaxeBei Allergieanamnese oder bekannter KM-Unverträglichkeit:
  • 30 mg Prednisolon oder 32 mg Methylprednisolon oral 12 h und 2 h vor KM-Gabe.

  • Bei vitaler Ind. ist eine Prämedikation nicht zwingend notwendig.

  • Intravenöse KM-Untersuchung, sofern möglich, nach geplanter SD-Szinti durchführen, da KM-Gabe Radioiodther. (z. B. bei Schilddrüsen-Ca) monatelang unmöglich macht!

  • Jodhaltige KM sind potenziell nephrotoxisch → Krea/eGFR vor Untersuchung bestimmen.

  • KM-Applikation bedeutet Volumenbelastung → Dekompensation bei Herzinsuff.

  • Aufklärung und Einverständniserklärung nicht vergessen!

Punktionen

Arno J. Dormann und Tanja Toermer

Periphere Venenpunktion

Technik wie bei i. v. Injektion. KO: Hämolyse durch zu Blutentnahmeschnelles Aspirieren des Blutes (bzw. zu starken Sog), Gerinnung bei langwieriger Venenpunktion. Material Tab. 2.2, Farbkodierung Tab. 2.3.
Vena-femoralis-Punktion
IndikationenVenöse Blutentnahme bei Scheitern anderer Vena-femoralis-PunktionEntnahmestellen; als PunktionV. femoralisNotfallzugang für zentrale Katheter (Ultima Ratio); großlumiger Zugang für Dialyse, arterio- bzw. venovenöse Filtration oder extrakorporale Membranoxygenierung.
Material20-ml-Spritze, z. B. 21 G-/0,8-Kanüle, u. U. lange Nadel notwendig.
DurchführungDie V. femoralis liegt medial der A. femoralis (Merkspruch: IVAN – von Innen: Vene, Arterie, Nerv). Flache Rückenlagerung des Patienten, Außenrotation und leichte Abduktion im Hüftgelenk. Evtl. Rasur (erhöhte Infektionsgefahr) und Hautdesinfektion (Kategorie II). Femoralarterie mit dem 2. und 3. Finger der nicht punktierenden Hand sicher palpieren und fixieren. Cave: nicht zu fest fixieren, da sonst Kompression der V. femoralis. Etwa 1 cm medial der Arterie von innen (Winkel zum Gefäßverlauf ~45°) auf die Mitte des Leistenbands hin punktieren und Nadel unter Aspiration vorschieben. Kommt kein Blut, Kanüle unter Sog langsam zurückziehen, bis Blut aspiriert wird. Nach Beendigung Kanüle schnell zurückziehen und Einstichstelle für mindestens 3 Min. komprimieren. Bei Katheterinsertion weiteres Vorgehen je nach Technik (z. B. Seldinger-Technik, 2.2.2). Cave: Nur kurze Verweildauer der Katheter, da erhöhte Thrombose- und Infektionsgefahr (kontinuierliche Spülung mit Heparin z. B. 5 000–10 000 IE/24 h erwägen).
Punktion mit Verweilkanülen (z. B. Braunülen®, Venflons®)
Sind wiederholt Punktionen VerweilkanüleVenenkatheternotwendig, mit distalen Venen beginnen, um kaliberstärkere Venen zu schonen. Sinnvolle Reihenfolge: Unterarm, Handrücken, Ellenbeuge.
MaterialStauschlauch, 2–3 Braunülen verschiedener Größe (Standard beim Erw. für wässrige Infusionen: 17 G/weiß oder 18 G/grün), Pflasterverband, u. U. Lokalanästhetikum mit 25-G-Kanüle und 2-ml-Spritze, Tupfer, Hautdesinfektionsmittel, bei gleichzeitiger Blutabnahme 20-ml-Spritze und Blutröhrchen, 5 ml NaCl 0,9 % zum Durchspülen der Braunüle, Verschluss mit Mandrin/Dreiwegehahn mit Heidelbergerverlängerung o.ä.
DurchführungHautdesinfektion (Kategorie II). Ggf. Rasur, z. B. mit Einmalrasierer. Vene stauen, möglichst proximal einer Y-Vereinigung. Haut fixieren. Zuerst Haut rasch durchstechen (~45° zur Hautoberfläche) dann Vene flach punktieren. Sobald Blut am transparenten Kanülenansatz einströmt, Braunüle mit angehobener Spitze etwa 5 mm im Venenlumen vorschieben, Punktionsnadel zurückziehen und gleichzeitig Plastikkanüle vorschieben; Stauschlauch lösen; Nadel entfernen, dabei mit einem Finger die Vene proximal der Kanülenspitze abdrücken, Braunüle mit Mandrin o.ä. verschließen. Fixieren und durchspülen.
Komplikationen
  • Vene „platzt“: evtl. Vene zu steil punktiert und Hinterwand durchstochen oder „bindegewebsschwache“ Gefäße (z. B. Glukokortikoidther.). Hilfe: sofort nach Punktion Stauschlauch lösen oder Punktionsversuch ohne Stauung

  • Schmerzhafte Punktion: Hautpunktion zu flach oder Punktion durch „Desinfektionsmittelpfütze“

  • „Para-Laufen“ der Infusion oder Thrombophlebitis: Braunüle entfernen! Jede ThrombophlebitisVerweilkanülendolente Braunüle sofort entfernen; „Pat. hat immer ParavasatRecht, auch wenn man Nichts sieht“. Je nach Schwere der Reizung Arm hochlagern und ruhigstellen, kühlende Umschläge mit Alkohol, Heparinsalbe, evtl. lokal oder systemisch Antiphlogistika. Evtl. Low-Dose-Heparin (19.8.2)

  • Kunststoffkanüle lässt sich nicht vorschieben, obwohl sie im Lumen liegt: Evtl. störende Venenklappen. Mit NaCl 0,9 % durchspülen und gleichzeitig vorschieben

Zentraler Venenkatheter (ZVK) und Pulmonaliskatheter

Zentrale Venenkatheter
IndikationenInfusion Punktionzentraler VenenkatheterPunktionPulmonaliskatheterPulmonaliskatheterVenenkatheterzentralervenenreizender Substanzen (NaBic, Kalium, hoch konzentrierte Glukose, Aminosäuren, parenterale Ernährung), hypovolämischer, kardiogener, septischer Schock (forcierte Volumen-, Katecholamingabe), ZVD-Messung (s. u.), Massentransfusionen.
Relative KontraindikationenGerinnungsstörungen (v. a. V. subclavia), Kopftieflagerung nicht möglich (Vv. jugulares), Adipositas und Lungenemphysem (V. subclavia).
ZugangswegeV. subclavia, V. jugularis int. und ext., V. brachiocephalica (V. anonyma), Ultima Ratio V. femoralis.
MaterialEinmalpunktionsset mit Plastikkatheter 14 G oder 16 G, ca. 70 cm lang für V. basilica und V. cephalica, ca. 30 cm lang für V. jugularis und V. subclavia. 10-ml-Spritze mit steriler Kochsalz-Lsg. (NaCl 0,9 %), 5–10 ml Lidocain 1 % mit Kanülen (z. B. 21 G/grün). Dreiwegehahn (blau = venös), Nahtmaterial, Nadelhalter. Hautdesinfektionsmittel, sterile Handschuhe, Tücher, Haube und Mundschutz, möglichst EKG-Monitor.

Alternative Verfahren mit intrakardialer EKG-Ableitung (bei Zugang über periphere Vene mit Metall-Guide) ersparen Rö zur Lagekontrolle, z. B. Alphacard® (Herstellerangaben).

Allgemeine Durchführung
  • Bei Vv. jugulares, V. brachiocephalica und V. subclavia Pat. in Kopftieflage („Schocklage“, Senken des Oberkörpers um etwa 20° durch Kippen des Bettes, dadurch bessere Venenfüllung und Vermeidung von Luftembolien), Kopf zur Gegenseite drehen. Rasieren, Hautdesinfektion (Kategorie II) und Abdecken der Haut. Lokalanästhesie.

  • Legen des Katheters in Seldinger-Technik (Abb. 2.1). Zugangswege s. u.:

  • Obligat ist die Lagekontrolle durch Rö oder EKG-Ableitung über Katheter bei der Anlage (z. B. Alphacard® s. o.). Ggf. Lagekorrektur. Richtige Lage: untere V. cava sup., ca. 2 cm oberhalb der Einmündung in den re Vorhof.

  • Nach missglückter Punktion der V. subclavia oder V. brachiocephalica Versuch auf der Gegenseite erst nach Rö-Kontrolle (→ Pneumothorax? Kann auch verzögert > 24 h auftreten!)

  • Bei Richtungskorrekturen Kanüle bis unter die Haut zurückziehen, dann erst mit veränderter Richtung vorschieben

  • Stahlkanüle niemals in situ in die Kunststoffkanüle zurückstecken (diese kann durchbohrt und abgeschnitten werden)

  • Bei Widerstand beim Vorschieben intravasale Lage des Katheters durch Blutaspiration kontrollieren (Katheterende unter das Niveau des Pat. halten)

  • Schwierige Punktion häufig bei Z. n. Vorpunktion auf derselben Seite, Fehlpunktion (Hämatom!), Exsikkose (Pat. zunächst „auffüllen“), Venenthrombose. Ggf. vor und während Punktion Sono (mit 7,5-MHz-Schallkopf)

  • Keine BZ- und E'lytbestimmungen aus ZVK bei gleichzeitiger Infusion

  • Bei Fieber oder entzündeter Eintrittsstelle Katheter entfernen und Neueinlage an anderer Stelle

Subklaviapunktion
V. subclavia Subklaviapunktionkreuzt 1. Rippe dorsal des PunktionV. subclaviamedialen Klavikuladrittels. Anteriore Lage zur A. subclavia und der Pleurakuppel.
VorteilGute Gewebefixierung der Gefäße. Punktion auch dann möglich, wenn Pat. Kopftieflage nicht toleriert.
PunktionsortInfraklavikulärer Zugang in der Medioklavikularlinie.
Durchführung(Abb. 2.2):
  • Pat. Kopftief lagern.

  • 1–2 ml des Lokalanästhetikums als „Depot“ unmittelbar an das Periost der Klavikula setzen; mit weiteren 3–4 ml das umgebende Gewebe infiltrieren.

  • Punktionskanüle zwischen aufgesetztem 2. und 3. Finger der nicht punktierenden Hand unter ständiger Aspiration mit 10-ml-NaCl-Spritze einbringen. Zunächst Haut annähernd senkrecht durchstechen, dann Punktionskanüle an die Klavikula heranführen. Punktionskanüle horizontal unter der Klavikula und in ständigem Kontakt zu ihr in Richtung auf die obere Begrenzung des Sternoklavikulargelenks vorschieben. Winkel zur Thoraxoberfläche beträgt ca. 30°. Zur Punktion lange Kanüle (70 mm) verwenden. Nach Überwinden eines Widerstands (Lig. costoclaviculare) erreicht man die V. subclavia in 4–6 cm Tiefe.

  • Intraluminale Lage durch mühelose Blutaspiration kontrollieren. Je nach Technik Kunststoffkanüle in das Lumen vorschieben und Stahlkanüle entfernen oder Seldinger-Draht vorschieben (Abb. 2.1). Katheter re 15–17 cm, li 20–22 cm einführen; Eindringtiefe des Katheters anhand aufgebrachter Markierungen abschätzbar.

  • Erneut intravasale Lage durch Blutaspiration prüfen und Katheter gut fixieren, ggf. Naht, steriler Verband. Rö-Kontrolle.

  • System geschlossen halten → Luftembolie.

  • Katheter niemals gegen Widerstand vorschieben!

  • Höchstes Pneumothoraxrisiko unter allen Zugangswegen. Daher vor Punktionsversuch überlegen, ob ein Pneu den Pat. in einen kritischen Zustand bringt. Alternative Zugangswege prüfen. Ein Pneu kann auch mit Stunden Verzögerung nach Fehlpunktion auftreten! Auch bei Anlage unter EKG-Kontrolle Rö zum Ausschluss eines Pneumothorax empfohlen.

Jugularis-interna-Punktion (transmuskulärer Zugang)
Punktionsort
  • 1.

    Etwas unterhalb der sichtbarenJugularis-interna-PunktionPunktionV. jugularis interna Kreuzungsstelle der V. jugularis externa mit dem M. sternocleidomastoideus und ca. 1 cm lateral der tastbaren Arterie.

  • 2.

    Alternativ v. a. bei adipösen Pat. Lokalisation des Krikoidknorpels, nach lateral gehen bis zur Mitte des M. sternocleidomastoideus, von dort transmuskuläre Punktion (~60°) in Richtung Mamille

  • 3.

    Alternativ sonografische Lokalisation, Markierung und anschließende Punktion

Durchführung(Abb. 2.3)
  • Konsequente Kopftieflagerung („Schocklage“); wenn nicht möglich (Dyspnoe), anderen Zugangsweg wählen. Bei der Lokalanästhesie durch Aspirationsversuche Lage der V. jugularis bestimmen. Stichrichtung mit z. B. Faserschreiber markieren

  • Unter ständiger Palpation der A. carotis (posteromedial der V. jugularis) Punktionskanüle transmuskulär unter Aspiration im Winkel von ca. 30° zur Haut einführen. Zielpunkt beim Vorschieben ist der mediale Rand des klavikulären Muskelansatzes. In 3–4 cm Tiefe wird die V. jugularis int. erreicht.

  • Aspiration von venösem Blut. Je nach Technik Plastikkanüle/Seldinger-Draht vorschieben, danach Punktionsnadel zurückziehen.

  • Katheter einführen, Kontrolle mittels Rö oder EKG.. Weiteres Vorgehen wie bei Subclaviapunktion.

  • Kopftieflage erst nach Anschluss an das Infusionssystem aufheben

Brachiocephalica-Punktion
VorteilV. brachiocephalica bindegewebig Brachiocephalica-PunktionPunktionV. brachiocephalicafixiert. Daher wie V. subclavia auch bei Hypovolämie stets offen, aber geringeres Pneumothoraxrisiko.
Punktionsort2 cm lateral des M. sternocleidomastoideus und 2 cm kranial der Klavikula.
DurchführungPat. in flacher Rückenlage, Kopf auf die Gegenseite drehen, Desinfektion und Lokalanästhesie s. o. von lateral nach medial in Richtung Jugulum, Stichrichtung von re etwa 45°, li etwa 35° zur Hautoberfläche, nach 3 cm (re) und 4–5 cm (li) wird die V. anonyma erreicht. Weiteres Vorgehen z. B. nach Seldinger-Technik.

Komplikationen aller Zugangswege

Pneumothorax (v. a. V. subclavia), art. Punktion (Gefahr des Hämatothorax → sofortige Kanülenentfernung und Druckverband für mind. 5 Min., ggf. Eisbeutel), Hämatom, Verletzung des Ductus thoracicus auf der li Seite (Chylothorax), Luftembolie (evtl. Beatmung mit PEEP), Verletzung des Plexus brachialis, Katheterfehllage mit HRS, Endokardverletzung, Thrombophlebitis, Inf. bei 7–16 % der Pat. (abhängig v. a. von Verweildauer, meist Staph. aureus) und Thrombose der Vene.
Periphere Zugangswege (V. basilica, V. cephalica)
VorteilGeringe Blutungsgefahr bei Gerinnungsstörungen (Kompressionsmöglichkeit). Vena-cephalica-PunktionVena-basilica-PunktionPunktionV. cephalicaPunktionV. basilica
NachteilKann nicht immer ausreichend vorgeschoben werden, häufiger Phlebitis und Thrombose aufgrund des langen Katheters.
ZugangswegeV. basilica, V. cephalica.
DurchführungEinmalpunktionsset (z. B. Cavafix®) verwenden, evtl. Lokalanästhesie. V. basilica (medial) bevorzugen, da V. cephalica (lateral) rechtwinklig in die V. subclavia einmündet und sich der Katheter von dort manchmal nicht mehr weiterschieben lässt. Dann evtl. Arm abduzieren und supinieren. Einführungslänge vorher abschätzen. Punktion 2.2.1. Anschließend Rö-Kontrolle.

  • Hohe Thrombosegefahr, Verweildauer max. 1 Wo.

  • Meist nur einlumige Katheter möglich.

  • Häufige Fehllage (bis 25 %) aufgrund anatomischer Variabilität!

ZVD-Messung

  • ZVD Venendruck, zentralernur in flacher Rückenlage des Pat. und korrekter zentraler Lage des Katheters messbar; ZVD muss atemabhängig schwanken.

  • Bei beatmeten Pat. kurze Beatmungspause. Falls nicht möglich, PEEP von gemessenem Druck abziehen!

Durchführung(Abb. 2.4). Messvorrichtung ausrichten (z. B. mit Thoraxlineal). Re Vorhof = 0 cm, entspricht beim liegenden Pat. ⅔ des Abstands von Wirbelsäule zu Sternum.
Manometer mit Infusionslsg. (NaCl 0,9 %) füllen. Dann Dreiwegehahn zum Pat. öffnen: Messung des (atemvariablen) Venendrucks in cm Wassersäule. Warten, bis Flüssigkeitssäule atemabhängig nicht mehr wesentlich sinkt. Messdauer sollte 3–5 Min. nicht überschreiten, sonst Wertverfälschung.
Normwert: 2–12 cmH2O ≅ 1–9 mmHg (1 cmH2O = 0,74 mmHg).

Arterielle Punktion

Einmalige Punktion
IndikationenBGA (wenn Bestimmung aus Kapillarblut nicht ausreicht), Arteriografie. Linksherzkatheter. PunktionArterie
KontraindikationenErhöhte ArterienpunktionBlutungsneigung, Inf. des umliegenden Gewebes.
PunktionsorteA. femoralis, A. radialis, A. brachialis.
MaterialSpezielle BGA-Spritze oder heparinisierte 2- bis 5-ml-Spritze mit dünner Kanüle (24 G/lila für A. radialis, 21 G/grün für A. femoralis). Kompressen, Hautdesinfektion (Kategorie II), sterile Handschuhe, Mundschutz.
Arteria femorlais Punktion(Abb. 2.5) Pat. liegt auf harter UnterlagePunktionA. femoralis, die Hüfte gestreckt (evtl. Kissen unter das Gesäß schieben). Ggf. Rasur; Haut und palpierende Hand desinfizieren (Kategorie II). A. femoralis kaudal des Lig. inguinale palpieren, Haut spannen (Hilfsperson bei Adipösen). Gefäß zwischen Zeige- und Mittelfinger punktieren (zur Erinnerung: IVANInnen Vene, Arterie, Nerv). Mit leerer Spritze unter Sog zwischen den beiden Fingern senkrecht zur Haut einstechen bis Blut kommt. Evtl. Aspiration von Blut erst beim Rückziehen möglich. Bei gelungener Punktion der Arterie pulsiert helles Blut aus der Kanüle. Nach Herausziehen der Kanüle Punktionsstelle 5 Min. fest komprimieren. Danach Blutstillung kontrollieren. Wenn praktikabel, anschließend etwa 30 Min. mit einem Sandsack komprimieren.

Falsches oder ungenügendes Komprimieren kann zu erheblichen Hämatomen führen!

BGA-Spritze sofort luftdicht und ohne Lufteinschluss verschließen und gekühlt ins Labor transportieren (→ Helfer).

Arteria radialis PunktionHandgelenk überstrecken. Kollateralkreislauf PunktionA. radialisüberprüfen (Allen-Test 5.2.1). Cave: Bei neg. Allen-Test darf keine Punktion bzw. Kathetereinlage erfolgen! Evtl. Lokalanästhesie. Punktionskanüle (z. B. 24 G) mit aufgesetzter Spritze im Winkel von 30° von distal nach proximal daumenseitig einführen (Abb. 2.6). Weiteres Vorgehen wie oben.
Arterielle Katheter
IndikationenDirekte (invasive, blutige) Katheter, arteriellerBlutdruckmessung auf Intensivstation oder bei Blutdruckmessungdirektegroßen OPs. Monitoring art. Parameter: BGA, Säure-Basen-Status. Vorschieben von Instrumenten (z. B. Linksherzkatheter). Kontinuierliche a.-v. Hämofiltration (A. femoralis).
KontraindikationenGerinnungsstörungen, Gefäßprothesen, path. Allen-Test der A. radialis.
KomplikationenDurchblutungsstörungen, AV-Fistel, Aneurysma spurium, Inf., Blutung.
PunktionsorteA. radialis, A. brachialis, A. femoralis.
Material
  • A. radialis: kurze RadialiskatheterTeflonkanülen (z. B. Abbo-Cath®) 20 G (Erw.), 24 G (Kinder).

  • A. femoralis: Katheter Femoraliskatheter18 G; Dialysezugang max. 5 F. Ggf. Punktionsset in Seldinger-Technik (2.2.2), Lokalanästhesie, sterile Handschuhe.

Katheterisierung der A. radialis
  • Allen-Test (Allen-Test 5.2.1). Handgelenk überstrecken. Hautdesinfektion (Kategorie II). Evtl. Lokalanästhesie s. c.

  • Ertasten des Radialispulses mit Zeige- und Mittelfinger der nicht punktierenden Hand. Unmittelbar proximal des Lig. carpale im Winkel von etwa 30° zur Haut einstechen und sehr langsam vorschieben. Bei Erreichen der Arterie strömt Blut in den Kanülenansatz. Jetzt Kanüle senken und flach ca. 2 mm vorschieben (sichere intravasale Lage der Kanülenspitze). Je nach Technik äußere Kunststoffkanüle/Seldinger-Draht vorschieben, Punktionsnadel zurückziehen. Bei sicherer Lage pulsiert das Blut aus der Kanüle. Fixieren.

    Cave: Dreiwegehahn (rot) nicht direkt an der Kanüle befestigen!

Katheterisierung der A. femoralis
  • Lagerung des Pat., leichte Außenrotation und Abduktion des Beins. Hautdesinfektion (Kategorie II), evtl. Rasur. Palpation der A. femoralis unterhalb des Lig. inguinale (zur Erinnerung: IVAN). Punktion mit entsprechender Kanüle (z. B. 18 G, 5 F) mit leerer 10-ml-Spritze im Winkel von 45°, bis Blutaspiration möglich und Pulsieren, weiter nach Seldinger-Technik (2.2.2).

  • Druckmessung oder Dialysebesteck anschließen. Bei Blutdruckmessung Zuleitung an Druckaufnehmer (Transducer) anschließen und Druckmesseinrichtung gemäß Bedienungsanleitung kalibrieren.

  • Der art. Zugang muss regelmäßig mit NaCl-Heparin gespült werden.

Eindeutige Markierung (roter Dreiwegehahn „Arterie“) vermindert das Risiko einer versehentlichen intraart. Injektion.

Pleurapunktion

(Pleuradrainage 2.5.5).
IndikationenDiagn. oder ther. Punktion PleurapunktionPunktionPleuraeines Ergusses.
KontraindikationenGerinnungsstörungen.
KomplikationenPneumothorax (6.9.1), Inf., Verletzung der Interkostalgefäße, Hämatothorax, sehr selten: Reexpansionslungenödem bei zu schneller Entlastung durch Unterdruck (4.5.3), daher nur in Ausnahmefällen > 1 500 ml Erguss auf einmal entfernen, Verletzung intraabdom. Organe.
Material(Tragbares) Sono-Gerät (falls vorhanden). Punktionsset mit Rotandaspritze oder 50-ml-Spritze mit Dreiwegehahn und sterilen Verbindungsschläuchen, Punktionskanülen (z. B. Abbocath®, Braunüle®) 16 G/grau oder 17 G/gelb, vorzugsweise ventilgesichert (z. B. Frekasafe®). 10 ml Lidocain 1 % mit 1 Kanüle (z. B. 21 G/grün). Probenröhrchen, Blutkulturflaschen (aerob, anaerob), großes Gefäß, sterile Handschuhe, Desinfektionslsg., braunes Pflaster, sterile Tupfer/Kompressen.
Durchführung
  • Lagerung des Pat.: mit angehobenem Arm bequem sitzend platzieren (Pat. im Bett: Fußbrett herausziehen. Pat. sitzt am Fußende, Arme mit Kissen auf Bettbügel. Pat. auf Stuhl: Arme auf Stuhllehne oder Pat. Hand auf kontralaterale Schulter legen lassen, Abb. 2.7).

  • Pleuraerguss perkutieren, auskultieren und mit dem Rö-Bild vergleichen. Unbedingt Sono-Kontrolle. Markierung der Punktionsstelle dorsolateral in der hinteren Axillarlinie oder Skapularlinie im ICR unterhalb des Ergussdämpfungsrands, aber nicht tiefer als 6.–7. ICR (Cave: Leber und Milz). Hautdesinfektion (Kategorie II). Zunächst mit Lidocain 1 % am „Oberrand der Unterrippe“ Depot setzen (Abb. 2.8). Dann tiefer liegendes Gewebe bis auf die Pleura parietalis infiltrieren. Dabei durch Probenpunktion die notwendige Eindringtiefe für die Punktionskanüle erkunden.

  • Punktionskanüle senkrecht zur Haut am oberen Rippenrand einstechen, Kanüle etwas nach oben ziehen und weiter senkrecht vorschieben („Zickzack-Technik“ reduziert Pneu-Risiko). Ständige Aspiration mit aufgesetzter Spritze. Sobald sich Punktat aspirieren lässt, Stahlnadel zurückziehen (sonst Pneu-Gefahr!) und Plastikkanüle vorschieben.

  • Während Valsalva-Manöver 2-Schlauch-System anbringen (Zwei-Schlauch-System, Abb. 2.8). 20-ml-Spritze auf Dreiwegehahn setzen und Pleuraflüssigkeit für Laborchemie, Bakteriologie und Pathologie steril abziehen. 50-ml-Spritze auf Dreiwegehahn montieren, füllen, Dreiwegehahn drehen und Flüssigkeit durch den Schlauch ins Gefäß spülen. Alternative bei größeren Mengen: Erguss mit Absauggerät absaugen. Cave: Druck nicht > 20 cmH2O. Hustenreiz (Aneinanderreiben der Pleurablätter) kündigt vollständige Drainage an.

  • Mit erneutem Valsalva-Manöver Kanüle entfernen, sofortige Kompression mit mehrlagigem Tupfer/Kompressen, Pflasterverband.

  • Für die Gewinnung von geringen Mengen Pleuraflüssigkeit zur Diagn. genügt die einmalige Punktion mit einer 20-ml-Spritze und aufgesetzter Kanüle (z. B. 21 G/grün).

  • Pleurapunktion bei starkem Hustenreiz, Schmerzen, Ziehen in der Schulter (Zeichen des Unterdrucks) und Unruhe des Pat. abbrechen.

  • Im Anschluss Rö-Kontrolle! Inspiratorische Aufnahme: Resterguss? Exspiratorische Aufnahme: Pneumothorax?

Diagnostik von Pleurapunktat, Aszites und Peritoneallavage

Untersuchung des Punktats:
  • Makroskopische Peritoneallavage, DiagnostikAszitesDiagnostikPleurapunktionDiagnostikBeurteilung (trüb, klar, eitrig etc.).

  • Probengewinnung:

    • EDTA und Nativröhrchen für Laborchemie (Proteingehalt, Glukose, Laktat, pH-Wert, Chol., LDH, ggf. Tumormarker, Zellzahl und Differenzialbild)

    • Anaerobe und aerobe Blutkulturen (Tbc, Pilze, Grampräparat)

    • Nativmaterial (z. B. gesamten Beutel) für histopath. Untersuchung (bei V. a. maligne Erkr., Zytologie)

  • Zusätzlich bei Peritonealflüssigkeit (8.1.2):

    • Bei V. a. Pankreatitis Lipase

    • Bei V. a. Blutung (Peritoneallavage) Hkt (> 2 % beweist Blutung)

    • Bei V. a. spontan bakt. Peritonitis Granulozytenzahl (hierbei > 250/µl), Kultur

Lumbalpunktion (Liquorpunktion)

IndikationenV. a. Punktionlumbaleinfektiöse oder maligne ZNS-LumbalpunktionErkr. (Meningitis, Enzephalitis, Neurolues, MS, Meningeosis carcinomatosa, Subarachnoidalblutung, Raumforderung mit Liquorzirkulationsstörung), intrathekale Ther.
KontraindikationenErhöhter Hirndruck (Augenspiegeln beider Augen: bei Stauungspapille > 3 dpt. Prominenz evtl. CCT durchführen).
MaterialSterile Tücher + Handschuhe, Maske. 5 ml Lidocain 1 % mit Kanüle, bevorzugt atraumatische Spinalnadel (z. B. 22 G).
PunktionsortL 45 oder L ¾ zwischen den Dornfortsätzen mit Daumennageldruck markieren. Als Orientierung Kreuzungspunkt der Verbindungslinie beider Darmbeinschaufeln mit der Wirbelsäule = Höhe L ¾ (Abb. 2.9).
Durchführung
  • Pat. aufklären, evtl. Prämedikation, z. B. Midazolam 2,5–5 mg i. v. 30 Min. vor LP venöse Blutentnahme für BZ-Bestimmung und Proteindiagn. Drei sterile Röhrchen mit Nr. 1, 2, 3 beschriften.

  • Pat. in Embryohaltung lagern, Rücken an der Bettkante (Abb. 2.9) oder sitzend mit max. gebeugtem Rücken (mit Helfer).

  • Hautdesinfektion (Kategorie III). Evtl. Lokalanästhesie s. c. und interspinal. Cave: während der Punktion mit dem Pat. sprechen und Vorgang beschreiben.

  • Spinalnadel mit Mandrin durch die Haut stechen. Zielrichtung schräg nach kranial Richtung Bauchnabel. Nach Überwinden des Widerstands des derben Lig. interspinale Nadel vorsichtig weiter vorschieben; Nadelöffnung soll nach lateral zeigen. Zwischendurch Mandrin herausziehen, einige Sek. warten und kontrollieren, ob schon Liquor abtropft, sonst Nadel mit Mandrin langsam weiter vorschieben. Liquor in Röhrchen sammeln (je etwa 1 ml), Reihenfolge beachten.

  • Nadel herausziehen, steriles Pflaster, Punktionsstelle einige Min. komprimieren. Pat. liegt 1 h flach auf dem Bauch mit Sandsack auf der Punktionsstelle.

KomplikationenSelten postpunktionelles Sy.: Postpunktionelles Syndromdiffuse Kopfschmerzen, Übelkeit, Ohrensausen und/oder Ohnmachtsneigung bis zu 5 d nach der Liquorentnahme aufgrund Liquorleckage. Prävention: 24 h Bettruhe nach der Punktion. Therapie: strenge Bettruhe, vermehrte Flüssigkeitszufuhr (1 l/24 h zusätzlich trinken), evtl. Infusion von 1 l E'lytlsg. in 24 h, 1–2 g ASS oder Paracetamol/24 h (umstritten). Evtl. „Bloodpatch“.
Liquoruntersuchung(DD Liquorbefunde 15.2.2). Inspektion (eitrig? blutig?). Liquordruck, Zellzählung, LiquorDiagnostikDifferenzialbild, Zuckergehalt (↓ bei bakt. Inf., normal etwa 70 % des BZ); quantitative Proteinbestimmung, E'phorese (IgG, IgA, IgM, monoklonale IgG-Banden) im Vergleich mit Serumproteinen. Nach Zentrifugation ist xanthochromer Überstand Hinweis auf Einblutung in den Liquor. Mikrobiologie: mikroskopisches Direktpräparat (Gramfärbung), bakt. Kultur (Pneumok., Meningok., H. influenzae, Listerien, Enterobacteriaceae, Pilze), Latexschnelltest zur Erregerdiagn., Lues-, Virusserologie, PCR, Tuschepräparat.

Peritonealpunktion (Aszitespunktion)

IndikationenBakt., PeritonealpunktionPunktionAszitesAszitesPunktionzytologische und enzymatische Aszitesdiagn. (DD Aszites 8.1.2), Entlastungspunktion bei massivem Aszites, Drainage bei Peritonitis oder Abszess.
KontraindikationenKeine bei ultraschallgeführter Punktion. Sonst: große Ovarialzysten, Hydronephrose, Schwangerschaft. Vorsicht bei hämorrhagischer Diathese und hepatischem Präkoma.
PunktionsorteÜbergang vom äußeren zum mittleren Drittel der Linie vom Nabel zur Spina iliaca ant. sup. li (weniger Verwachsungen) oder re sowie in Medianlinie zwischen Nabel und Symphyse. Epigastrische Gefäße beachten (Abb. 2.10).
Durchführung
  • Diagn. Punktion:

    • Blase entleeren lassen, AszitesPunktionHautdesinfektion (Kategorie III), Lokalanästhesie (25 G)

    • 20- bis 50-ml-Spritze mit grüner Kanüle (21 G) unter Aspiration in die Peritonealhöhle Parazenteseeinführen (leichter Widerstand beim Durchstechen der Faszienschicht). Spritze füllen, Nadel schnell zurückziehen, Klebeverband

  • Um bei massivem Aszites Nachlaufen nach Zurückziehen der Nadel zu vermeiden, „zickzack stechen“: erst subkutan, dann Nadel entlang des Fettgewebes verschieben, dann erst peritoneal stechen.

  • Auch bei bekannter Ursache (z. B. Leberzirrhose) bei jedem neu oder erneut aufgetretenem Aszites zumindest Probepunktion durchführen (8.1.2).

  • Ther. Punktion:

    • Blase entleeren lassen, Hautdesinfektion (Kategorie III), Lokalanästhesie (25 G).

    • Braunüle® (18 G grün bis 14 G orange) nach hinten, unten und lateral vorschieben, wobei Pat. Bauchdecke anspannen soll (pressen). Nach Entfernung der Nadel fließt Aszites im Strahl aus der Hülse. Schlauchsystem mit Dreiwegehahn, Spritze und Auffangbeutel anschließen.

    • Aszites spontan ablaufen lassen, ggf. mit Spritze über Dreiwegehahn aspirieren. Der gesamte Aszites kann (langsam!) auf einmal abgelassen werden. Nach der Punktion steriler Kleinverband. Bei Aszitesleck Punktionsstelle mit einem Stich übernähen.

    • Eiweißgehalt im Aszites bestimmen, Verlust ersetzen: Humanalbumin 4–8 g/l entferntem Aszites (teuer).

Implantierbarer Venenkatheter („Port“)

Subkutan implantierter zentraler Venenzugang. Der Port PortVenenkatheterimplantierbarerbesteht aus einem Reservoir (Ø 3–4 cm), das mit einer ca. 1 cm dicken Silikonmembran verschlossen ist (Abb. 2.11). Die Membran kann etwa 5 000× angestochen werden und verbleibt meist lebenslang.
Implantation
IndikationenLängerfristige PortImplantationparenterale Ernährung, Applikation von Zytostatika, dauerhafte Gabe venenreizender Medikamente (z. B. CMV-Ther. bei AIDS; 18.3.5), bei Pat. mit extrem schlechten peripheren Venen, zur Schmerzther.
Cave: Ind. zur Implantation früh stellen, da weniger KO bei noch gutem AZ.
KontraindikationenKoagulopathie, erhöhtes Narkoserisiko. Problematisch bei i. v. Drogenabusus. Cave: möglichst keine Blutentnahme (Kontaminationsgefahr), möglichst keine Implantation bei Fieber bzw. rezid. Fieberschüben, da Gefahr der septischen Besiedlung.
DurchführungImplantation operativ in lokaler Anästhesie oder Vollnarkose. Vom Reservoir führt ein Katheter in eine zentrale Vene (meist re V. basilica oder re V. subclavia/jugularis). Reservoir wird auf dem M. pectoralis fixiert. Nach Implantation vor erstem Gebrauch Lagekontrolle mittels Rö-Darstellung mit KM.

  • Häufige postop. KO: lokale Wundinf., Hämatom, Serom, Dislokation des Reservoirs, Kathetersepsis.

  • Idealerweise sollte bei reizlosen Wundverhältnissen nach OP etwa 1 Wo. bis zum Anstechen des Ports vergehen.

Injektion in Port und Blutentnahme
MaterialNadeln, die keine PortInjektionPortBlutentnahmeStanzdefekte bewirken (Huber-Schliff) verwenden, z. B. Farmacia-Gripper-Nadeln®, Desinfektionsmittel, sterile Handschuhe, sterile Kompressen, evtl. Tegaderm®-Pflaster, PVP-Salbe, NaCl 0,9 %, 10-ml-Spritzen, 2 500 IE Heparin, evtl. steriles Lochtuch.
KomplikationenLokale Inf., Kathetersepsis, Blutungen beim Anstechen, Abrisse des Katheters, Dislokationen des Reservoirs, thrombotischer Katheterverschluss, Thrombosen (Armvenen = Paget-von-Schroetter-Sy. 5.5.2).
Durchführung
  • Verband entfernen; ggf. alte Nadel entfernen, hierbei Port mit der anderen Hand fixieren; Inspektion der Wunde bzw. Injektionsstelle (z. B. Hämatome, Abszess); Hautdesinfektion (Kategorie III).

  • Ab jetzt obligat steriles Arbeiten! Port unter der Haut fixieren, membranöse Seite sicher lokalisieren.

  • Die Nadel senkrecht durch Haut und Membran stechen, bis Kontakt zum Portboden sicher gespürt wird. Injektion von 10 ml NaCl 0,9 %. Das Injizieren muss leicht erfolgen, bei möglichem Zweifel an Lokalisation der Nadel evtl. Aspiration von Blut; Infusionen bzw. Injektion anschließen.

  • Nach Abschluss jeder Manipulation obligates Spülen des Portsystems mit Heparinblock (z. B. 2000 IE Heparin auf 2 ml NaCl 0,9 %), danach Klemme an der Portnadel verschließen; Verband (evtl. lokale PVP-Applikation) oder Nadel entfernen (kann bei guten Wundverhältnissen etwa 1 Wo. belassen werden).

  • Blutentnahme: grundsätzlich Blutentnahme prim. aus peripheren Venen. Durchgängigkeit des Ports prüfen, zur Vermeidung von Laborfehlern fraktionierte Entnahme von jeweils 3 × 3 ml Blut und verwerfen vor eigentlicher Blutentnahme. Nach Beendigung fraktioniertes Spülen mit 3 × 3 ml NaCl 0,9 %, danach Heparinblock (s. o.).

  • Ist ein Portsystem erst bakt. besiedelt (z. B. mit Staph. epidermidis), ist eine Sanierung auch mit gezielter Antibiotikagabe oft nicht mehr erreichbar. Deshalb aseptisches Vorgehen und intensive Pat.-Schulung.

  • Das Einführen der Infusionsnadel und das Anlegen der Infusion sollten nur durch erfahrene Mitarbeiter erfolgen.

  • Keine Injektionen in das Portsystem mit normalen Kanülen, da diese Stanzdefekte verursachen.

  • Bei Widerstand oder unklarer Lage der Nadel Injektion abbrechen!

  • Keine Injektion von Pharmaka, die präzipitieren können (z. B. Furosemid), da dadurch der Port verlegt werden kann.

Portpflege
Zur Vermeidung von Proteinablagerungen bei hoher Gebrauchsfrequenz 1 × wöchentl. Spülung mit Alkohol (5 ml Ethanol 95 % auf 5 ml NaCl 0,9 %), langsame Injektion. Bei Nichtgebrauch Spülung alle 6 Wo. mit 250 ml NaCl 0,9 %.

Entnahme von Material für bakteriologische Untersuchungen

Arno J. Dormann und Tanja Toermer

Blutkulturen

Vorbereitung2 Blutkulturflaschen (aerob, anaerob). Flaschen beschriften. BlutkulturEinmalspritze (20 ml), Kanülen und Hautdesinfektionsmittel, Handschuhe, Tupfer und Pflaster bereitlegen.
Hautdesinfektion und Blutentnahme
  • Punktionsstelle sorgfältig desinfizieren (Kategorie II)

  • 10–20 ml Blut entnehmen (s. Herstellerangaben). Vor Umfüllen in Blutkulturflaschen neue, sterile Nadel aufsetzen. Kontaminationsgefahr!

  • Desinfektion der Gummipfropfen, Injektion des Blutes (ml s. Herstellerangaben)

  • Transport so rasch wie möglich in das mikrobiolog. Labor, bis zum Transport Flaschen im Brutschrank bei 35 °C aufbewahren

Blutentnahme bei SepsisZuverlässigkeit des Erregernachweises steigt mit der Anzahl der Blutkulturen. Cave: Die erste Blutentnahme sollte vor Therapiebeginn erfolgen.
  • Sepsis mit intermittierendem Fieber: vor Therapiebeginn 3 Entnahmen von verschiedenen Lokalisationen im Abstand von 1 h frühzeitig im Fieberanstieg

  • Endokarditis: am 1. Tag mind. 3, besser 4 Entnahmen im Abstand von jeweils 1 h vor Therapiebeginn. Nicht auf Fieberanstieg warten; erhöht die Sensitivität nicht

  • V. a. Fungämie: am 1. und 2. Tag je 2 Entnahmen, bessere Ausbeute bei art. Entnahme

Urinkultur

Mittelstrahlurin (MSU)Methode UrinKulturder Wahl für orientierende bakt. MittelstrahlurinUrinuntersuchung. Geeignet ist Morgenurin (hohe Keimzahlen) oder letzte Miktion vor nicht weniger als 3 h. Probenentnahme vor Beginn der Ther. Tritt innerhalb von 3 d keine Besserung ein, Kontrolluntersuchung durchführen.
  • Hände mit Seife waschen und mit Einweghandtuch abtrocknen

  • Genitale (v. a. bei Frauen) mit in sauberes Wasser getauchtem Tupfer reinigen, dann mit einem zweiten Tupfer in gleicher Weise nachreinigen

  • Erste Urinportion (~50 ml) in die Toilette oder ein Gefäß entleeren, dann – ohne den Harnstrahl zu unterbrechen – ca. 5 ml Harn im vorher griffbereit abgestellten Transportgefäß auffangen. Verschluss aufsetzen

  • Probe bis zum Transport im Kühlschrank bei 4 °C lagern oder in vorgefertigten Nährmedienträger (z. B. Uricult®) eintauchen und bei 37 °C bebrüten

KatheterurinAlternative, wenn einwandfreie Gewinnung von KatheterurinMittelstrahlurin nicht möglich und Blasenpunktion nicht in Betracht kommt.
  • Grundsätzlich Einwegkatheter verwenden, sorgfältige Reinigung des Genitale vor dem Eingriff. Einwegkatheter legen (2.5.4), Urin entnehmen. Katheter entfernen. Risiko einer Keimeinschleppung wird v. a. bei Frauen nur dann ausreichend gemindert, wenn spezielle Untersuchungseinrichtungen (gyn. Untersuchungsstuhl) zur Verfügung stehen.

  • Dauerkatheterträger: Urin keinesfalls aus Urinbeutel entnehmen. Entnahme nach sorgfältiger Desinfektion per Katheterpunktion im proximalen Abschnitt.

BlasenpunktionsurinSicherste Grundlage eines Punktionsurinaussagekräftigen mikrobiolog. Befunds.Blasenpunktion Gefahr der Kontamination des Urins nahezu ausgeschlossen.
  • Ind.: keine einwandfreie Gewinnung von MSU oder Katheterurin möglich (z. B. bei Phimose). Wdh. uneinheitliche bakteriolog. und zelluläre Befunde, Mischinf.

  • Punktionsort: 1–2 QF oberhalb der Symphyse.

  • Durchführung: Rasur und Hautdesinfektion (Kategorie II) im Bereich der Punktionsstelle. Stichrichtung senkrecht zur Hautoberfläche. Nach Punktion Kanüle rasch zurückziehen und Punktionsstelle einige Min. mit Tupfer komprimieren. Bewertung 9.2.1.

Blasenpunktion nur bei gefüllter Blase!

Sputum

Häufigstes Untersuchungsmaterial zur mikrobiolog. Diagn. von Inf. der Atemwege. Möglichst Morgensputum, d. h. Sekret aus den tiefen SputumDiagnostikAtemwegen, das sich während der Nacht angesammelt hat und nach dem Erwachen abgehustet wird (keine „Spucke“).
IndikationenWegen hoher Kosten, geringer Sensitivität und Spezifität nur eingeschränkt sinnvoll (Tbc-Diagn., Nachweis einer Kolonisation mit Pseud. aerug. bei schwerer COPD, bei Pneumocystis jiroveci nur pos. Nachweis verwertbar).
Durchführung
  • Kurz vor erster Expektoration Mund mit frischem Leitungswasser spülen. Sekret in sterilen Sputumbecher abhusten. Gefäß verschließen, ohne Innenrand oder Verschlusskappeninnenfläche zu berühren.

  • Ist spontane Sputumgewinnung nicht möglich, Provokationsversuch durch Inhalation eines hypertonen Aerosols (z. B. NaCl 10 %).

Vor Anlage der Kultur Mikroskopie erforderlich.

Bronchial- und Trachealsekret

(Bronchoskopie 6.2.6).
Bronchialsekret instrumentell mittels BronchialsekretgewinnungAbsaugkatheter mit oder ohne Spülung aus den Trachealsekretgewinnungtiefen Atemwegen gewinnen, möglich bei intubierten Pat. oder guter Lokalanästhesie. Cave: EKG-Monitor, da Bradykardie durch Vagusreizung möglich!
Bronchoalveoläre Lavage (BAL)
IndikationenZur mikrobiolog. Untersuchung bei Bronchoalveoläre Lavageabwehrgeschwächten Pat. mit Pneumonie (Sensitivität ~ 70 %, Spezifität 80–95 %). Bei verschiedenen Lungen- und Bronchialerkr. Zytologie, ggf. mit Lymphozytendifferenzierung → hohe diagn. Wertigkeit.
DurchführungSpülung mit 100–200 ml körperwarmem NaCl 0,9 % durch flexibles Bronchoskop zur quantitativen Kultur. Zusätzlich periphere gedeckte „Mikrobürste“. Cave: Grampräparat obligat.
BewertungKeimzahl ≥ 104 cfu/ml bzw. bei BürstenabstrichBürstenabstrichen ≥ 103 cfu/ml spricht für eine Inf.
Sekretgewinnung bei Tracheostoma und Trachealtubus
DurchführungBei Kanülenwechsel sterilen Tracheostoma, SekretgewinnungAbsaugkatheter einführen. Sekret aspirieren und in ein steriles Röhrchen einbringen. Alternativ Katheterspitze mit steriler Schere abschneiden und in Röhrchen mit Transportmedium einsenden.
BewertungBei Ergebnisinterpretation berücksichtigen, dass nach endotrachealer Intubation bzw. Anlegen eines Tracheostomas innerhalb von Stunden eine Besiedlung der tiefen Atemwege („Kolonisation“) mit Oropharyngealflora erfolgt.

Stuhlprobe

Untersuchung auf darmpathogene Keime (StuhlprobeSalmonellen, Shigellen, Yersinien, Campylobacter usw.) grundsätzlich an drei verschiedenen Tagen, da Erregernachweis in einer einzigen Probe nicht immer gelingt.
Durchführung
  • Stuhlentleerung in sauberes Gefäß, möglichst ohne Seifen- oder Desinfektionsmittelreste

  • Urinbeimengungen unbedingt vermeiden

  • Etwa doppelt bohnengroßes Stück in Stuhlröhrchen einfüllen, bei dünnflüssigem Stuhl ca. 5 ml

  • Aufgelagerte Eiter-, Schleimflocken oder blutige Anteile mit Wattetupfern entnehmen und nach Einbringen in ein Transportmedium getrennt untersuchen (hoher Bakteriengehalt)

  • Jede einzelne Stuhlprobe zügig in das Labor transportieren, nicht sammeln! Empfindliche Keime wie Shigellen sterben schon nach kurzer Zeit ab. Bei V. a. Lambliasis oder Amöbiasis unverzüglich Mikroskopie des frischen Stuhls (17.6.1)

  • Bei V. a. Typhus und Paratyphus parallele Entnahme von Blutkulturen, v. a. in der ersten Krankheitswoche! Bei V. a. antibiotikaassoziierte Kolitis Clostridienkultur und/oder -toxinnachweis im Stuhl (7.1.4)

Rektalabstriche Rektalabstrichsollten nur entnommen werden, wenn kein Stuhl zu gewinnen ist.

Abstriche

Allgemeiner-/Wundabstrich
DurchführungMit Abstrichtupfer Material unter Sicht von verdächtigen Stellen entnehmen und Abstrichin Röhrchen mit Transportmedium einbringen. Tupfer nie trocken einsenden, da Anzucht anspruchsvoller Keime nicht mehr gelingt. Lagerung und Transport bei Raumtemperatur (RT).
Rachen- und Tonsillenabstrich
Durchführung
  • Zunge mit Spatel herunterdrücken; mit Wattetupfer RachenabstrichMaterial aus entzündeten Bereichen exprimieren.

  • Berührung anderer Schleimhäute (Lippen, Zunge) sowie Kontamination des Tupfers mit Speichel vermeiden.

  • !

    Cave: Pat. darf vor Entnahme keine Schleimhautdesinfektion (z. B. Chlorhexidin® etc.) durchgeführt haben!

Urethralabstrich
VoraussetzungenProbengewinnung am besten morgens vor Miktion, Urethralabstrichfrühestens jedoch 1 h nach der letzten Miktion. Vor Entnahme des Abstrichs Transportmedium auf RT bringen. Abstrich sofort oder innerhalb von höchstens 6 h an das Labor weiterleiten.
Durchführung
  • Männer: Entnahmestelle UrethralabstrichMännerdarf nicht desinfiziert werden. Ausfluss, falls vorhanden, mit Abstrichtupfer aufnehmen. Eiter aus Harnröhre von proximal nach distal ausstreichen, sonst dünnen Abstrichtupfer einige Zentimeter in die Urethra einführen und vorsichtig drehen.

  • Frauen: Nach UrethralabstrichFrauenAbwischen der äußeren Genitalien die Urethra mit sterilem Tupfer von vaginal komprimieren und ggf. austretendes Sekret mit dem Tupfer aufnehmen. Lässt sich kein Sekret gewinnen, dünnen Abstrichtupfer ca. 2 cm in die Urethra einführen und vorsichtig drehen.

Analabstrich
IndikationenNachweis von Enterobius vermicularisAnalabstrichAnalabstrichOxyuriasisAnalabstrichEnterobius-vermicularis-(Oxyuren-)Eiern.
DurchführungMaterialgewinnung frühmorgens. Nach Spreizen der Perianalfalten Tesafilm über die Analöffnung und die flach gezogenen Perianalfalten kleben. Tesafilm entfernen und auf Objektträger aufkleben. Objektträger mit Patientendaten beschriften und in Transporthülse zur mikroskopischen Untersuchung in das Labor einsenden.

OP-Material, Wundsekrete, Punktate

  • Material aus offenen Prozessen (Abstrich): Sekret mit Abstrichtupfer vom Wundrand entnehmen und in Materialentnahme, WundeTransportmedium einbringen oder Teile des Wundrands in ein steriles Röhrchen mit Nährbouillon einbringen. Bei Fußgangrän, Phlegmone o. Ä. mit einer Kanüle Material aus der Tiefe der Wunde aspirieren und in Blutkulturflasche injizieren.

  • Material aus geschlossenen Prozessen (Punktat): Punktion und Aspiration mit einer Punktiongeschlossene ProzesseSpritze unter aseptischen Bedingungen. Material in steriles Röhrchen einbringen; Lagerung und Transport bei RT. Bei V. a. Anaerobier Material in eine vorgewärmte Blutkulturflasche einspritzen und Lagerung der Probe bei 35 °C im Brutschrank (besonders geeignet für Pleura- und Peritonealpunktate).

Intravasale Katheter

Bei V. a. Kathetersepsis oder Entzündung im Bereich der Insertionsstelle, Katheter Kathetersepsisentfernen und mikrobiologisch untersuchen.
  • Katheter bis etwa 10 cm Länge: etwas unterhalb der Insertionsstelle mit steriler Schere abschneiden und Spitze steril in Röhrchen einbringen.

  • Katheter > 10 cm Länge: zusätzlich zur Katheterspitze ein ca. 5 cm langes Stück distal der Insertionsstelle herausschneiden und ebenfalls steril einsenden.

  • !

    Ideal sind quantitative Kulturen.

Materialgewinnung für Spezialuntersuchungen

  • Chlamydien: obligat ChlamydienDiagnostikintrazelluläre, gramneg., zellwandlose Erreger (17.2.6), drei humanpathogene Arten:

    • C. trachomatis Material: Epithelzellen. Mikroskopie: mit molekularbiologischen Verfahren – Immunfluoreszenz; molekularer Nachweis: PCR; kultureller Nachweis

    • C. pneumoniae Material: Blut. Serol.: AK-Nachweis (IgG, IgA, IgM) mittels EIA

    • C. psittaci Material: Sputum, TS, BAL, Blut. AK-Nachweis mittels KBR (Cave: Kreuzreaktion mit C. pneumoniae möglich). Speziesspezif. AK-Nachweis mittels Mikroimmunfluoreszenz

  • M. pneumoniae: obligat Mycoplasma pneumoniaeDiagnostikpathogen, zellwandlos. Erkr.: Atemwegsinf.

    • Material: Blut. Ag- (IgM, IgG) und DNA-Nachweis mittels PCR. Kälteagglutininnachweis (50 % d. F.)

    • Material: Sputum, Rachenabstrich, BAL. Kultur. Cave: Spezialnährboden notwendig.

  • U. urealyticum: Familie Ureaplasmediagnostikder Mykoplasmen, fakultativ pathogen, zellwandlos. Erkr.: Urogenitalinf. Material: urogenitaler Abstrich. Direkte Mikroskopie. Kultur. Cave: Spezialnährboden notwendig.

  • Tbc: M. tuberculosisMykobacteriumDiagnostik, selten M. bovis

    • Tuberkulin-Hauttest (Typ IV nach Coombs): einfach, aber eingeschränkt verlässlich

    • Dir. Erregernachweis: Material Sputum, BS, BAL, Urin, Stuhl, Abstrich von Hautläsionen, Materialgewinnung durch Punktion/Aspiration mittels Nadeln (z. B. LK, Kaverne), Magennüchternsekret. Mikroskopie: Ziehl-Neelsen-Färbung. Kultur mit Antibiogramm (Dauer auf festem Nährboden 4–6 Wo., Dauer auf flüssigem Nährboden [BACTEC Verf.] 2 Wo.)

    • Molekulargenetische Untersuchungen: Material: s. o.

    • PCR auf DNA

    • Immunolog. Testverfahren: Material Blut. Mycobacterium tuberculosis (MTB); IFN-release assay (IGRA): QuantiFERON®-TB-Gold-Test aus Blut

Grundlage der Tbc-Diagnostik ist der Interferon-Gamma-Release-Bluttest (IGRA). Es besteht keine Kreuzreaktion nach einer BCG-Impfung.

Der IGRA wird mittels Blutprobe (Cave: Spezialröhrchen) im Labor durchgeführt. Hatten spezielle Abwehrzellen in der Blutprobe (T-Zellen) schon einmal Kontakt mit Tuberkulose-Erregern, setzen sie Interferon-Gamma frei, wenn extrahierte Bestandteile von Tuberkulose-Bakterien hinzugegeben werden.

Es stehen zwei ähnliche Verfahren (Quantiferon®, ELI-Spot®) zur Verfügung. Gegenüber den Tuberkulin-Hauttests zeichnen sie sich durch eine erhöhte Spezifität (> 95%) für den M. tuberculosis-Komplex (M. tuberculosis, M. bovis, M. africanus) aus. Auch die Sensitivität der IGRAs liegt bei > 90 % und wird durch den Immunstatus des Patienten kaum beeinflusst.

Biopsien

Arno J. Dormann und Tanja Toermer

Knochenmarkpunktion und -biopsie

  • Punktion ergibt Aspirationszytologie. PunktionKnochenmarkKnochenmarkPunktionKnochenmarkBiopsieBiopsie ergibt Histologie!

  • Die Beckenkammpunktion ist technisch schwieriger als die Sternalpunktion, jedoch weniger schmerzhaft, ungefährlicher und ermöglicht zudem die Entnahme von Knochenmark und -stanze in einer Punktion.

IndikationenDiagnostik und Verlaufskontrolle hämatoonkolog. Erkr.
KontraindikationenEntzündung im Punktionsbereich, Gerinnungsstörungen. Zusätzliche KI für Sternalpunktion sind Aortenaneurysma und Z. n. Sternotomie.
KomplikationenAllg.: Blutung, Wundinf. Speziell und potenziell tödlich bei Sternalpunktion: Verletzung großer Gefäße, Herzbeuteltamponade und Pneumothorax.
MaterialSterile Handschuhe, NaCl 0,9 %, Spray zur Hautdesinfektion, Sedierung, z. B. Midazolam 2–5 mg i. v., Monitoring, Spezialpunktionsnadel (mit Hemmschloss gegen zu tiefes Eindringen bei Sternalpunktion), Yamshidi-Stanznadel (Beckenkammbiopsie), Lokalanästhetikum, z. B. 10 ml Lidocain 1 %, für Aspiration 20-ml-Spritze (+ 0,5 ml Natriumzitrat), sterile Kompressen, sterile Abdecktücher, mehrere Objektträger, Heparinatröhrchen für weitere Diagn. (FAES, Zytogenetik), EDTA-Röhrchen (Blutausstrich), Behälter mit Fixationslsg. für Knochenstanze (z. B. Formaldehyd-Lsg. 4 %).
Beckenkammpunktion
PunktionsortSpina iliaca PunktionBeckenkammBeckenkammpunktionposterior superior Pat. entweder in Bauchlage mit Rolle unter dem Becken, in Seitenlage mit angewinkelten Knien oder im Sitzen lagern.
DurchführungAbb. 2.12.
  • Lagerung des Pat. in Seitenlage mit angewinkelten Beinen.

  • Prämedikation, z. B. mit Midazolam 2–5 mg i. v.

  • Beckenkamm und Spina ertasten. Rasur, Hautdesinfektion (Kategorie III). Infiltrationsanästhesie s. c. und bis auf das Periost. Stichinzision der Haut.

  • Einführen z. B. einer Yamshidi-Nadel (der Nadel liegt eine ausführliche Anleitung bei). Mit stärkerem Druck unter leichter Drehung Kortikalis durchstoßen, bei nachlassendem Widerstand ist die Knochenmarkhöhle erreicht.

  • Zytologie: Mandrin herausziehen und KnochenmarkAspirationszytologieSpritze aufsetzen. Rasch KM aspirieren (bei zu langer Aspiration Kontamination durch Markblut möglich). Aspiration ist schmerzhaft (typischer „ziehender Schmerz“, zur Ablenkung Pat. zur tiefen Inspiration auffordern).

  • Ergebnis kontrollieren: Sind ausreichend „Krümel“ nach Ausspritzen auf die vorbereiteten Objektträger nachweisbar? Ggf. Aspiration an anderer Stelle wiederholen.

  • Biopsie/Stanze: Mandrin herausziehen, Hohlnadel unter rotierenden Bewegungen ca. 3 cm in die Spongiosa eintreiben (geringer Widerstand), zum Abscheren des Stanzzylinders die Nadel mehrmals rasch drehen. Stanznadel und Stanzzylinder vorsichtig herausziehen und den Stanzzylinder unter Zuhilfenahme eines Drahts in ein Behältnis mit Formaldehyd geben.

  • Nach Entfernen der Nadel Punktionsstelle komprimieren, ggf. Naht, Pflasterverband, Kompression durch Sandsack.

  • Zügige Weiterverarbeitung: Aspirat auf mit Natriumzitrat betropfte Objektträger aufbringen und ausstreichen. Zusätzlich peripheren Blutausstrich (EDTA-Röhrchen) ans Labor schicken (genaue klin. Angaben und Fragestellung!).

Sternalpunktion

Nur SternalpunktionPunktionsternalein Ausnahmefällen indiziert. Risikoreich, schmerzhaft, schlechte Materialausbeute.

PunktionsortCorpus sterni in Höhe des 2.–3. ICR, etwas lateral der Mittellinie des Sternums.
DurchführungVorbereitung wie Beckenkammpunktion. Aspirationsnadel (Hemmschloss je nach Hautdicke etwa 3–5 mm oberhalb der Haut einstellen) mit einer gleichmäßigen Drehbewegung bis auf das Periost einstechen, Hemmschloss wieder auf 3–5 mm über Hautniveau verstellen und mit kurzem Druck bis ins KM (nachlassender Widerstand) vorschieben. Weiteres Vorgehen s. o. (Zytologie).

Leberbiopsie/Laparoskopie

Entweder als perkutane Ultraschall- oder CT-gesteuerte Leberpunktion oder im Rahmen einer Laparoskopie.
Indikationen
  • Leberbiopsie: Diagn.LeberBiopsie und Verlaufskontrolle von diffusen Lebererkr. (Hepatitiden, Speichererkr., tox. Schädigungen usw.; 8.2, 8.3, 8.4, 8.5); Diagn. bei unklaren Raumforderungen (Tumoren, Metastasen usw.; 8.7).

  • Laparoskopie: bei allen unklaren Lebererkr., die sich mit anderen diagn. Möglichkeiten nicht klären lassen. Vorteil gegenüber Leberblindpunktion ist die gezielte bioptische Gewebeentnahme unter Sicht. Eine Minilaparoskopie ist deutlich weniger traumatisierend.

KontraindikationenGerinnungsstörungen (Quick < 50 %, Thrombos < 40/nl, aPTT > 45 Sek.), Peritonitis, Cholangitis, ausgeprägter Aszites, extrahepatische Cholestase, Leberhämangiom.
KomplikationenPneumothorax, intraabdom. Blutung, gallige Peritonitis, Sepsis.
KontrolleNach Punktion 4 h Bettruhe, Sandsack, engmaschige Kreislaufüberwachung. Kontrollsono nach 4h / am nächsten Tag (Hämatom?), Schmerzausstrahlung häufig in die re Schulter, oft 8–12 h nach Punktion verstärkt.

Nierenbiopsie

Als perkutane, offene oder laparoskopische Biopsie.
IndikationenProteinurie 3 g/d, Hämaturie, Glomerulonephritiden NiereBiopsieevtl. bei Niereninsuff. unklarer Ätiol., zur DD einer eingeschränkten Nierenfunktion nach NTx.
KontraindikationenGerinnungsstörung (s. o.), Einzelniere (anatomisch, funktionell; Ausnahme Transplantatniere), Hydronephrose, Zystennieren, Nierenzysten, Nierenarterienaneurysmen (Panarteriitis nodosa), perirenaler Abszess, Nierenvenenthrombose, therapieresistente Hypertonie, Nephrokalzinose, fehlende ther. Konsequenzen.
NachbehandlungDruckverband. Mind. 6 h Rückenlage, regelmäßige RR- und Pulskontrolle, Bettruhe für > 24 h, Urinstatus (Hämaturie?), keine Heparinisierung, kein ASS. Kontrollsono am nächsten Tag (Hämatom?).

Möglichst Triplediagnostik: Lichtmikroskopie, Immunhistologie, Elektronenmikroskopie.

Sonden und Drainagen

Arno J. Dormann und Tanja Toermer

Ösophaguskompressionssonde

Ösophaguskompressionssonden ÖsophagusKompressionssondensind schwierig zu legen und komplikationsträchtig. Sie erfordern daher Intensivmonitoring.

SondentypenAbb. 2.13
  • Sengstaken-Blakemore-Sonde (Minnesota-Vier-Lumen-SondeMinnesota-Vier-Lumen-Sonde): 2 Ballons und 3 (4) Lumina: Ösophagus-, Magenballon, Magen, Sengstaken-Blakemore-Sondev.a. bei Ösophagusvarizenblutung

  • Linton-Nachlas-Sonde: 1 Ballon, der am Magen-Ös.-Übergang zu liegen kommt, v. a. bei Fundusvarizenblutung Linton-Nachlas-Sonde

IndikationenEndoskopisch Fundusvarizengesicherte, variköse akute obere GI-Blutung (Ösophagus- oder Fundusvarizen 7.1.7), wenn Sklerotherapie oder Ligatur unmöglich und medikamentöse Ther. erfolglos sind. Bei schwerem hypovolämischem Schock, wenn Notfallgastroskopie nicht möglich ist.
KomplikationenAspiration, Asphyxie (Dislokation des Ös.-Ballons), Kardiaruptur (Dislokation des Magenballons).
Vorbereitung
  • Ballonprüfung: Magenballon mit 100, 200 und 300 ml Luft aufblasen. Hierunter Druckmessung über Druckkontrollöffnung mittels Manometer. Druckwerte für jeweiliges Volumen notieren. Dichtigkeit prüfen, Luft ablassen.

  • Pat.-Vorbereitung: Lagerung des Pat. mit etwa 45°-Neigung des Kopfs. Nasen- und Rachenraum mit Oberflächenanästhetikum (z. B. Lidocain®-Spray, 8–10 Hübe) betäuben.

  • Bei fehlenden Schutzreflexen Pat. frühzeitig intubieren.

  • Pat. mit liegender Sonde regelmäßig absaugen, da Schlucken nicht möglich.

Durchführung Sengstaken-Blakemore-Sonde (Minnesota-Vier-Lumen-Sonde):
  • Luft aus Sengstaken-Blakemore-SondeDurchführungMinnesota-Vier-Lumen-SondeDurchführungMagen- und Ös.-Ballon absaugen und Druckkontrollöffnungen mit Plastikpfropfen versehen, um Deflation der Ballons während des Einführens zu sichern. Ballons mit Gleitmittel bestreichen (z. B. Lidocain-Gel 2 %).

  • Sonde über die Nase bis zur 50-cm-Markierung (Sondenspitze im Magen) einführen. Epigastrium während der Instillation von Luft auskultieren. Falls zeitlich möglich, nachfolgend Rö-Kontrolle! Spitze muss deutlich unterhalb des Zwerchfells liegen. Um Erbrechen während des Aufblasens des Ballons zu verhindern, sofort über Magenschlauch absaugen.

  • Endgültige Platzierung: Magenballon unter Manometerkontrolle mit 100–150 ml Luft aufblasen. Wenn der intragastrale Ballondruck nach Einführen um 15 mmHg höher als bei gleichem extrakorporal insuffliertem Volumen ist, befindet sich der Magenballon im Ös. (Rupturgefahr! Erneute Platzierung). Cave: Ballon im Magen → Verschluss der Druckkontroll- und Lufteinlassöffnungen.

  • Sonde vorsichtig zurückziehen, bis federnder Widerstand spürbar. Ös.-Ballon mit 25–30 mmHg (ca. 100 ml Luft) aufblocken und verschließen. Schlauch an der Nase fixieren. Evtl. Zug mit 250–500 g.

  • Spülung des Magens mit NaCl 0,9 %, bis Aspirat klar. Bleibt es blutig, Erhöhung des intraösophagealen Ballondrucks auf 35–45 mmHg unter ständiger Druckkontrolle über Druckkontrollöffnung des Ös.-Ballons (mind. stündlich). Bei fortbestehender Blutung Zug von außen auf die Sonde erhöhen, Magenabsaugung in kurzen Intervallen. Druck im Ösophagusballon möglichst niedrig halten (max. 45 mmHg).

    • Steht die Blutung, alle 3 h Ösophagusballondruck um 5 mmHg bis auf 25 mmHg senken, alle 6 h Ös.-Ballon für 5 Min. entleeren, um Drucknekrosen zu vermeiden.

    • Steht die Blutung bei einem intraösophagealen Druck von 25 mmHg, Ös.-Tamponade für mind. 12 h fortsetzen, dann Luft ablassen. Ballon noch für weitere 4 h in seiner Position belassen.

  • Entfernung: Tritt nach 4 h keine Rezidivblutung auf, Sonde vorsichtig entfernen. Bei Regurgitation mit Aspirations- und Erstickungsgefahr: Zur sicheren Deflation des Ballons den extrakorporalen Teil der Sonde vor der Entfernung durchtrennen (Schere am Patientenbett).

Durchführung Linton-Nachlas-Sonde:
  • Platzierung im Magen wie Sengstaken-Blakemore-Sonde, dann Linton-Nachlas-SondeDurchführungmit 100 ml Luft aufblasen, zurückziehen, bis leichter Widerstand spürbar.

  • Nachblocken bis zum Gesamtvolumen 500 ml. Evtl. Zug mit 250–500 g.

  • Rö-Kontrolle, regelmäßiges Absaugen der proximalen und distalen Öffnung, um die Effektivität der Blutstillung zu überprüfen.

Ösophaguskompressionssonden nur in Ausnahmefällen länger als 24 h liegen lassen.

Magen- und Dünndarmsonden

Transnasale Sonden
SondentypenManuell als nasogastrale Sonden, endoskopisch als nasojejunale oder kombinierte Sonden.
  • Kurzzeitsonden für diagn. MagensondeKurzzeitsondeZwecke und intraop. (nasal, oral).

  • Verweilsonden zur enteralen Ern. (Verweilsondenasogastrisch) aus DünndarmsondePolyurethan oder Silikonkautschuk:

    • Nasogastrale Sonden: ca. 75 cm lang, Nase → Kardia ca. 45 cm. Vorteil: einfache manuelle Anlage, Nachteil: Aspirationsgefahr bei Magenentleerungsstörungen (2.8)

    • Nasojejunale Sonden: ca. 100 cm lang, Platzierung 10 cm distal der Flexura duodenojejunalis. Vorteil: sicherer Aspirationsschutz, Nachteil: Endoskopie erforderlich, Anlage manchmal sehr schwierig, kontinuierliche Nahrungsapplikation über Pumpe erforderlich

DurchführungLegen einer nasogastralen Sonde beim wachen Pat.:
  • Pat. das Vorgehen erklären. Zahnprothesen entfernen. Pat. sollte aufrecht sitzen, den Kopf leicht nach vorn geneigt. Vorschubdistanz durch vorheriges Anlegen der Sonde am Pat.-Oberkörper abschätzen. Sonde anfeuchten, z. B. mit Xylocaingel, ggf. Sonde vorher in Kühlschrank legen, um Flexibilität herabzusetzen und so ein einfacheres Vorschieben zu ermöglichen

  • Sonde durch Nase einführen, während des Schiebens soll Pat. schlucken (evtl. Wasser trinken lassen). Langsame, behutsame Passage von Nase und Rachen (nicht stochern!). Kontrolle der Sondenlage durch Einblasen von Luft mit einer Magenspritze und Auskultation des Luftaustritts im epigastrischen Winkel

  • Verspürt der Pat. Hustenreiz oder Luftnot → tracheale Fehllage: sofort zurückziehen! Entfernen der Sonde durch gleichmäßigen und raschen Zug bei aufrecht sitzendem Pat.

  • Bei diagn. Magensekretgewinnung ergibt linksseitige Lage bessere Ausbeute

  • Bei länger liegender Sonde müssen E'lyt-Verluste durch Magensekretverlust ausgeglichen werden! Magensaft ist sehr kaliumreich (10 mval K+/l). Die Konz. von Na+ (40–100 mval/l) und Cl (70–120 mval/l) sind pH-abhängig, BGA-Kontrolle

  • Bei dünnen Ernährungssonden Rö-Kontrolle der Lage der Sondenspitze. Bei länger liegender Sonde Gefahr der Refluxösophagitis (Prophylaxe 7.3.1)

  • Beim unkooperativen Pat. kontraindiziert

Perkutane Sonden
Perkutane Gastrostomie, perkutane endoskopischeErnährungssonden zur enteralen Ernährung und/oder kontinuierlichen Ableitung von Mageninhalt.
  • Endoskopisch: PEG (perkutan endosk. Gastrostomie) JET-PEG (Jejunal Tube Through PEG), EPJ (endosk. Perkutane Jejunostomie), D-EPJ-J (EPJ mit jejunalem Schenkel)

  • Sonographisch: PSG (perkutan sonogr. G.)

  • Radiologisch: PRG (perkutan radiologische G.)

  • Chirugisch: FKJ (Feinnadelkatheterjejunostomie)

Indikationen
  • Benigne oder maligne Stenosen in Mund, Hals, Mediastinum, Ös. oder Mageneingang.

  • Neurologische Schluckstörungen, z. B. bei SHT, Apoplex, apallischem Sy.

  • Verbrennungen und Verätzungen im Bereich Kopf, Mund oder Ös.

  • Geriatrische Erkr., z. B. zerebrovaskuläre Insuff., Alzheimer-Demenz

  • Tumorkachexie bzw. Anorexie

  • JET-PEG oder EPJ: erschwerte Passage im Bereich des Magenausgangs, z. B. Antrum-Ca, chron. Pankreaskopfpankreatitis. Pat. mit höherem Pneumonierisiko (z. B. vorbestehende Ösophagitis und rezid. Aspirationspneumonien in der Anamnese).

  • PSG oder PRG: bei endoskopisch nicht möglicher Anlage, jedoch selten indiziert

  • FKJ: bei großen abdominalen OP perioperative Anlage

Methode: PEG/EPJ Anlage mittels Fadendurchzug
Material
  • Monitoring: Pulsoxymetrie, Blutdruckmessung, ggf. EKG-Ableitung

  • Steriler Tisch mit PEG-Sondenset (Skalpell, Punktionskanüle aus Stahl mit Kunststoffhülse, äußere Halteplatte, Ritsch-Ratsch-Klemme, Ansatzadapter)

  • Lochtuch, Kompressen, Verbandsset mit Y-Kompresse, Spritze (10 ml) mit Lokalanästhetikum, 1 er-Punktionsnadel, Sedierung, z. B. Midazolam (5 mg/5 ml) und Propofol (200 mg/20 ml), Standardgastroskop, steriler Kittel, sterile Handschuhe

Durchführung
  • Antibiotikaprophylaxe, z. B. mit Ceftriaxon 2 g, 30 Min. vorher i. v.

  • Pat. in Rückenlage, O2-Gabe ggf. Wendel-Tubus, Sedierung

  • Lokalisation der Punktionsstelle mittels endoskopischer Diaphanoskopie

  • Lokalanästhesie, Stichinzision, Einführen der Punktionsnadel, Ruckzug der Nadel, Einführhülse verbleibt gastral

  • Einführen des Zugfadens über Einführhülse, Zugfaden mit Zange fassen und nach oral durchziehen

  • PEG-Sonde an Faden befestigen, Durchzug durch Oropharynx in Magen

  • Endoskopische Lagekontrolle nicht notwendig, Fixierung der PEG über äußere Halteplatte

  • Kostaufbau 4 h nach Anlage mit Tee möglich, am Folgetag Sondenkost hinzufügen.

  • Steriler Verband, Lockerung der Sonde nach 24–48 h, Drehung im Stomakanal, neuer Verband unter leichtem Zug

Methode: PEG mittels Direktpunktion
IndikationPassage des Oropharynx oder Ös mit PEG nicht möglich
Material(s. o.), PEG-Set mit Punktionskanüle aus Stahl mit Peel-off Kunststoffhülse, Nahtapparat, Fadenset
Durchführung
  • Antibiotikaprophylaxe, z. B. mit Ceftriaxon 2 g, 30 Min. vorher i. v

  • Pat. in Rückenlage, O2-Gabe ggf. Wendel-Tubus, Sedierung

  • Endoskopie mit ggf. Stenosegerät oder Platzierung des Geräts mit Führungsdraht unter Rö-Kontrolle, Diaphansokopie

  • Lokalanästhesie, Punktion mittels doppellumigen Gastropexiegerät, Öffnen der Schlinge des Gastropexieapparates, Einbringen des Gastropexiefaden, Fixierung mittels Schlinge, Entfernen des Apparat, Gastropexie, Wdh. des Vorgehens im Abstand von 2 cm

  • Stichinzision zwischen Gastropexien, Punktion mit Trokar einschl. Peel-off Schleuse

  • Einbringen des Ballonkatheters, Blockung mit 6 ml NaCl 0,9 % oder Aqua

  • Fixierung äußere Halteplatte, Desinfektion, steriler Verband

KontraindikationenFehlende Diaphanoskopie (relativ, bei Erfahrung Probepunktion) Gerinnungsstörungen, Peritonitis, Ileus und Magenausgangsstenose, Aszites (sonografisch ausschließen, ggf. vorherige Punktion), Peritonealdialyse.
Komplikationen
  • Lokale Wundinf.: tägl. Verbandswechsel in der 1. Wo. Normalerweise verklebt das Peritoneum innerhalb von 24–48 h. Lokale Wundinf. sind meist innerhalb von 72 h zu erkennen

  • Bauchdeckenhämatom → meist spontane Resorption

  • Häufig Pneumoperitoneum (Peritonitisgefahr) → klin. Überwachung. Meist spontane Rückbildung

  • Fehlpunktion mit gastrokolischer Fistel → OP

  • Peritonitis: Bei Dislokation des Ballons oder fehlendem Zug besteht die Gefahr einer Dehiszenz von Magenwand und Bauchdecke → Peritonitis → OP

  • Verlegung der Sonde → Sonde mit 2-ml-Spritze durchspülen, ggf. Sondenwechsel

  • Aspirationspneumonie (6.5.1). Rezidivprophylaxe: Oberkörper 40° hochlagern

  • Dislokation, Stichkanalinf.: bei V. a. Paravasat radiolog. Darstellung mit wasserlöslichem KM

Eröffnung des Peritoneums und eines Hohlorgans

  • Aufklärung des Pat. und/oder seines gesetzlichen Vertreters mit Einverständniserklärung, ggf. Betreuung einrichten!

  • Pat. nüchtern.

  • Eingriff unter aseptischen Bedingungen!

  • Vorsicht bei Pat. mit vorausgegangenen Bauch-OP (Verwachsungen)!

Postoperative Drainagen

Redon-Drainage
Verhindert postop. Serom- oder DrainagepostoperativeHämatombildung bei prim. Redon-DrainageWundverschluss.
DurchführungProximales Ende (mit vielen Öffnungen) in die Wunde einlegen, Haut von innen nach außen mit Führungsspieß oder Nadel durchstechen, Nadel am Kunststoffschaft (distales Ende) abschneiden, Redon-Schlauch mit Hautnaht fixieren und mit Vakuumflasche verbinden. Flasche jeden Tag erneuern, Blutverlust dokumentieren. Abhängig von Wundsekretion Redon nach 48–72 h entfernen.
EntfernungDrainageflasche belüften, Fixationsfaden ziehen. Drainageschlauch zügig (nicht ruckartig) ziehen.
Gummi-, Kunststoff- oder Penrosedrainage
  • Senkt nach intraabdom. OP das Risiko einer diffusen Penrose-DrainagePeritonitis, ermöglicht frühzeitiges Erkennen einer Anastomoseninsuff.

  • Im Gesicht oder Handbereich können Gummilaschen zur Ableitung eingelegt werden. Drainagen sollten immer gesichert sein, entweder mittels Naht oder steriler Sicherheitsnadel, die durch den Drain gesteckt wird.

  • Asepsis!

  • Verweildauer: Nach 24–48 h wird die Drainage unter sterilen Bedingungen mobilisiert und gekürzt, Sicherung mit Sicherheitsnadel. Sollte nicht länger als 5–6 d verbleiben.

Blasenkatheter

Transurethrale Katheterisierung
IndikationenHarnretention, Blasenkatheter, transurethralerProstataadenom, neurogene Blasenentleerungsstörung, Harnröhrenstriktur, Gewinnung von Blasenurin (2.3.2), Harninkontinenz oder Überlaufblase, OP-Vorbereitung, Messung der Urinmenge/Zeiteinheit, Restharnbestimmung, differenzierte Nierenfunktionsproben, Flüssigkeitsbilanz, Spül- bzw. Instillationsbehandlung.
Katheterarten
  • Einmalkatheter: diagn. Anwendung sowie als intermittierender Einmalkatheterismus (EinmalkatheterMethode der Wahl z. B. bei nicht beherrschbarer neurogener Blasenentleerungsstörung!)

  • Verweilkatheter (ther. Anwendung): ein- oder zweiläufig mit Blockballon

  • Spülkatheter: zwei- oder dreiläufig mit Dreiwegehahn, Eingangs- und AusgangskanalSpülkatheter sowie Blockballon

KomplikationenHWI durch Keimverschleppung und aufsteigende Inf. (Risiko bei Dauerkatheter: 5 %/d) und nachfolgende Urosepsis, deshalb Durchführung nur unter strikter Asepsis und Antisepsis.
MaterialKatheter (14, 16 oder 18 Ch.), steriles Katheterset mit 1–2 Nierenschalen, Urinbeutel, 6 Tupfer, sterile Handschuhe, Unterlage, Lochtuch, steriles Röhrchen, Desinfektionsmittel, Spritze mit Lidocain-Oberflächenanästhesie und Gleitmittel.
Durchführung bei Männern
  • Rückenlage Blasenkatheter, transurethralerMännermit Unterschieben eines Kissens unter das Becken. Lochtuch platzieren, dass Harnröhrenöffnung sichtbar. Äußeres Genitale desinfizieren (ohne sterilen Handschuh).

  • Mit sterilem Handschuh Penis halten, Vorhaut zurückstreifen und Harnröhrenöffnung spreizen. Glans penis und Meatus urethrae dreimal mit einem Tupfer desinfizieren (z. B. mit Betaisodona®). Urethrale Oberflächenanästhesie mit Lidocain-Gel-Spritze, z. B. etwa 10 ml Instillagel®, 60 Sek. warten.

  • Spitze des Katheters mit sterilem Gleitmittel versehen. Mit der li Hand den Katheter am hinteren Ende greifen und ihn mit der re Hand ca. 5 cm von der Spitze entfernt fassen. Katheterende zwischen kleinem und Ringfinger der re Hand einklemmen.

  • Penis mit der li Hand nach oben strecken und Blasenkatheter ca. 15 cm in die Harnröhre vorschieben. Wird Widerstand spürbar, Penis strecken und absenken, Katheter weiterschieben bis Urin fließt. Ggf. kleineren Katheter verwenden. Fließt Urin, Katheter weiter vorschieben. Bei erneutem Widerstand Ballon mit 5 oder 10 ml Aqua dest. (kein NaCl, Ventilverkrustung!) blocken. Vorsichtig zurückziehen, bis man einen federnden Widerstand spürt.

Präputium unbedingt reponieren → Gefahr der Paraphimose!

Durchführung bei Frauen
  • Rückenlage, Fersen Blasenkatheter, transurethralerFrauenzusammenstellen, Knie nach außen. Lochtuch platzieren, dass Harnröhrenöffnung sichtbar. Zuerst Vulva von ventral nach dorsal desinfizieren. Dann mit li Hand (sterile Handschuhe) Labien spreizen und kleine Schamlippen dreimal desinfizieren. Zuletzt Harnröhrenöffnung desinfizieren. Der letzte Tupfer wird in den Vaginaleingang gebracht. Desinfektionstupfer nur einmal verwenden.

  • Urethrale Oberflächenanästhesie mit Lidocain-Gel-Spritze. Katheter in die Harnröhre einführen. Bei Dauerkathetern Blockballon mit 5 oder 10 ml Aqua dest. füllen. Vorsichtig zurückziehen, bis man einen federnden Widerstand spürt. Tupfer aus dem Vaginaleingang entfernen.

KatheterwechselMind. alle 2 Wo. (Ausnahme: Silastik®-Langzeitkatheter alle 3 Mon.). Bei trübem Urin, Hinweis auf Inkrustierung oder Inf. sofortiger Katheterwechsel.
Suprapubischer Blasenkatheter
IndikationenUrethralstrikturen und -verletzungen, Blasenkatheter, suprapubischerpostop. Urinableitung, länger dauernde Urinableitung, akuter Harnverhalt, Harngewinnung (Gefahr der Keimverschleppung geringer als bei transurethralem Katheter).
KontraindikationenV. a. Blasen-Ca.
MaterialZystotomie-Set (z. B. Cystofix®), Malecot-Katheter 20 G oder 24 G, 10 ml Lidocain 1 % mit Kanüle (22 G/0,7), Skalpell, sterile Tücher und Handschuhe, Einmalrasierer.
DurchführungDurch Geübten!
  • Gefüllte Blase palpieren und perkutieren, Sonokontrolle. Ist Blase nicht gefüllt, 500–1 000 ml Tee geben, bei liegendem transurethralem Katheter retrograde Füllung. Rasur und Desinfektion der Haut, Infiltrationsanästhesie ca. 2–3 cm über der Symphyse in der Medianlinie. Zur Lokalisationshilfe mit noch liegender Anästhesienadel Punktionsversuch.

  • Stichinzision der Haut. Punktionsbesteck in die Blase einführen und Katheter vorschieben, danach Punktionskanüle zurückziehen und entfernen (Kanüle an Perforationsstelle aufklappbar). Katheter je nach Typ mit Ballon blocken oder mit Naht fixieren, steriler Verband.

KomplikationenPeritonitis bei Via falsa, Blutungen peri- oder intravesikal, Inf.
KatheterwechselMind. alle 2 Mon.

  • Bei HarnverhaltHarnverhalt durch erhöhten Sympathikotonus (z. B. postop., Ther. mit Neuroleptika nach Katheterisierung) zuerst Versuch mit CarbacholCarbachol 0,25 mg s. c. NW: Atemwegsobstruktion.

  • Dauerkatheter zu oft, zu lange. Alternativen prüfen: Kontinenztraining, intermittierender Einmalkatheterismus, suprapubische Harnableitung.

  • Keine dauerhafte Urinableitung bei neurogener Blasenentleerungsstörung!

Pleuradrainage (Thoraxdrainage)

Die Thoraxdrainage dient der ThoraxdrainagePleuradrainagefortlaufenden Entleerung eines Pleuraergusses (6.9.2), -empyems Bülau-Drainageoder Pneumothorax, entweder ohne Sog (mittels Unterwasserdrainage mit Heberwirkung) oder mit Sog. Ableitung über einen Schlauch, der im Pleuraspalt liegt und mit einem geschlossenen System verbunden ist, das eine Sekretauffangkammer und ein Ventil zum Einstellen des Unterdrucks enthält.
IndikationenGrößerer PneumothoraxDrainageDrainagethorakalePneumothorax (ab ⅓ des ½ DrainagepleuraleBülau-DrainageThoraxdurchmessers), Pneumothorax mit Atemnot oder bei bestehender Atemwegserkr., rezid. oder bds. Pneumothoraces, Spannungspneumothorax, Pneumothorax unter Beatmung, Hämatothorax (6.9.4), Chylothorax, funktionell relevanter oder rezid. Pleuraerguss, Drainage Pleuraempyems.
KomplikationenBlutung durch Verletzung von Interkostalgefäßen, Bronchusfistel, Verletzung Zwerchfell, Leber oder Milz. Reexpansionslungenödem bei zu schneller Entlastung.

Notfalldrainage bei Spannungspneumothorax

2. ICR SpannungspneumothoraxNotfalldrainageNotfalldrainage bei Spannungspneumothoraxin der Medioklavikularlinie der betroffenen Seite, mit möglichst großer Braunüle (14G/12G) punktieren → sofortige Entlastung des Überdrucks. Anschließend Pleurasaugdrainage.
MaterialSterile Handschuhe, Kittel, Maske, Haube, Lochtuch, Ablagetuch, 10-ml-Spritze, 21G-Nadel, 20–40 ml Lidocain 1 %, Skalpell, Nahtmaterial (Seide 1/0), zwei Klemmen, Schere, Nadelhalter, Einführungsbesteck mit Trokar, Thoraxdrainage 24–36 G oder Einmalbesteck (Pleuracath®), vorbereitete Unterwasserableitung, Saugpumpe, braunes Pflaster.
PunktionsortBeispielsweise 2. oder 3. ICR in der MCL (Pneumothorax), 4. oder 5. ICR hintere Axillarlinie (Pleuraerguss, -empyem, Hämatothorax).
Durchführung
  • Pat. informieren, evtl. Prämedikation mit Sedativum und Analgetikum, z. B. Midazolam 2,5–5 mg und Fentanyl 0,1 mg i. v.

  • Lagerung des Pat. mit erhobenem Arm leicht zur Gegenseite gedreht

  • Großzügige Lokalanästhesie und Probepunktion am „Oberrand der Unterrippe“. Lässt sich weder Luft noch Flüssigkeit aspirieren, Punktionsort überprüfen (Abb. 2.14). Inzision der Haut mit spitzem Skalpell 2–3 cm unterhalb des vorgesehenen ICR

  • Vorgehen bei Einweg-Thoraxkatheter (z. B. Pneumocath ® , Pleuracath ® ):

    • Katheterspitze bis kurz hinter die Spitze der Punktionskanüle zurückziehen (Folienhülle gestreckt). Pleurapunktion mit Punktionskanüle und darin befindlichem Katheter, nach Verlust des Widerstands Kanüle mit einer Hand fixieren, Katheter in der übergezogenen Folienhülle (so bleibt er steril) vorschieben.

    • Katheter mit einer Hand fixieren und Kanüle über das Katheterende zurückziehen. Folienhülle entfernen, der Katheter ist nicht mehr steril.

    • Katheter durch Naht und zusätzlich braunes Pflaster fixieren, steriler Verband. Stopfen am Katheterende entfernen und an Zweiwegehahn und Ableitungssystem anschließen. Rö-Kontrolle der korrekten Lage.

    • Entfernen der Drainage: Entfernen der Fixationsnaht, rasches Herausziehen, falls möglich unter Valsalva-Manöver, Tabaksbeutelnaht verknoten. Rö-Kontrolle.

  • Vorgehen bei Bülau-Drainage:

    • Nur für Geübte!

    • Hautinzision, weitere Präparation mit Klemme. Evtl. weitere Lokalanästhesie. Mit Klemme stumpf durch die Interkostalmuskulatur vordringen. Fenster muss für Zeigefinger passierbar sein. Einführen des Fingers, um Gebiet zu sondieren (z. B. Adhäsionen, Lage zum Zwerchfell). Einführungslänge der Drainage vorher abschätzen.

    • Drainagenspitze mit nach unten gebogener Klemme packen und vorsichtig unter Kontakt zum Finger einführen. Bei Verwendung eines Trokars diesen nach Inzision der Haut zügig einführen, Drainageschlauch vorschieben und Trokar zurückziehen. Cave: zur Drainage eines Pneumothorax kraniale Platzierung, kaudale Platzierung bei Erguss. Alle seitlichen Öffnungen müssen intrathorakal liegen!

    • Äußeres Schlauchende zunächst mit Klemme abdichten, dann an vorbereitetes Ableitungssystem anschließen. Tabaksbeutelnaht zum späteren Abdichten des Tunnels, Fixierung des Drainageschlauchs zur Lagekontrolle. Zusätzliche Fixation mit braunem Pflaster. Rö-Kontrolle der korrekten Lage.

    • Entfernen der Drainage: rasches Herausziehen, falls möglich unter Valsalva-Manöver, Tabaksbeutelnaht verknoten. Rö-Kontrolle.

Drainagen möglichst nicht unter der Mammillarebene einlegen, um Verletzungen von Zwerchfell und Bauchorganen zu vermeiden.

Ableitungssysteme
  • Ein-Flaschen-System: luftdicht verschließbare Flasche mit sterilem Wasser, in Ein-Flaschen-Systemder sich ein Glasrohr 2 cm unter der Wasseroberfläche befindet. Bei persistierendem Pneumothorax, z. B. bei Alveolarruptur oder Bronchusfistel, Blasen bei der Exspiration.

  • Drei-Flaschen-System: Sammelflasche mit Messskala, Unterwasserschloss mit sterilem Drei-Flaschen-SystemWasser und Saugkontrolle. Zahlreiche industrielle Komplettlösungen (zur Handhabung Herstelleranweisung). Prinzip Abb. 2.15.

Transfusion von Blutkomponenten

Arno J. Dormann und Tanja Toermer

Vorgehen bei Bluttransfusion

  • Rechtliche Grundlagen:

    • Transfusionsgesetz (TFG): Für einen TransfusionsgesetzBluttransfusiongesicherten Umgang regelt das TFG u. a. die Gewinnung und Anwendung von Blut und Blutprodukten und enthält umfassende Dokumentationspflichten. Darüber hinaus schreibt das TFG die Bestellung eines Transfusionsverantwortlichen und -beauftragten vor.

    • Die Bundesärztekammer stellt gemeinsam mit dem Paul-Ehrlich-Institut den anerkannten Stand der med. Wissenschaft und Technik in Richtlinien zur Gewinnung von Blut und Blutbestandteilen und zur Anwendung von Blutprodukten (Hämother.) fest.

  • Transfusionsverantwortlicher:

    • Qualifikation: FA für Transfusionsmedizin oder HämotherapieFA mit Transfusionsbeauftragter/-verantwortlicherZusatzbezeichnung „Bluttransfusionswesen“ oder FA mit theoretischer, von der Ärztekammer anerkannter Fortbildung (16 h) und 2-wöchiger Hospitation.

    • Aufgaben: Überwachung der Einhaltung einschlägiger Gesetze, Verordnungen, Richt-, Leitlinien und Empfehlungen; Organisation bei Vorbereitung und Durchführung der Hämother.; Organisation Qualitätssicherungssystem.

  • Transfusionsbeauftragter:

    • Qualifikation: s. Transfusionsverantwortlicher.

    • Mindestqualifikation: Für jede klin. Abteilung ist ein approbierter Arzt zu bestellen, der in der Krankenversorgung tätig ist. Theoretische Fortbildung (16 h) einer Landesärztekammer.

    • Aufgaben: Beratung in Fragen der Ind., Qualitätssicherung, Organisation, Dokumentation und Überwachung des ordnungsgemäßen Umgangs mit Blutprodukten. Maßnahmen müssen schriftlich festgelegt sein (QM-Handbuch).

    • Aufklärung: Der behandelnde Arzt muss den Pat. vor jeder Transfusion sowie präop. bereits bei der Möglichkeit einer Transfusion über Risiken wie Infektionsgefahr (HIV, Hepatitis), ggf. Immunisierungsgefahr aufklären. Vor elektiven OPs auch Aufklärung über Eigenblutspende. Aufklärung und Einverständnis unbedingt dokumentieren!

  • Dokumentation der durchgeführten Untersuchungen und Darstellung von Wirkungen und NW.

  • Eindeutige Pat.- und Chargendokumentation. Rückverfolgung muss möglich sein, es müssen auch nicht verwendete Chargen dokumentiert sein.

  • Meldepflicht von NW an das Paul-Ehrlich-Institut.

  • Verweigern einer Transfusion: Ein bewusstseinsklarer, mündiger Pat. kann eine Transfusion nach Aufklärung über die möglichen Konsequenzen verweigern. Angehörige haben kein Bestimmungsrecht. Bei Minderjährigen, deren Erziehungsberechtigte eine Transfusion verweigern, kann der Arzt das Vormundschaftsgericht anrufen und eine Transfusionserlaubnis erwirken. Bei lebensbedrohlichem Notfall entscheidet bei Kindern, Nichtmündigen, Bewusstseinsgestörten oder Bewusstlosen ausschließlich der behandelnde Arzt über Art und Umfang einer Transfusion.

  • Notwendige Untersuchungen, Kompatibilität: Der BluttransfusionVerträglichkeitsprobeanfordernde Arzt trägt die Verantwortung für die Identität und muss das Blut für die Blutgruppenbestimmung selbst entnehmen, Dokumentation auf der Laboranforderung durch Unterschrift.

    • Indikationsprüfung: EK-Gabe nur bei symptomatischer akuter oder chron. Anämie

    • Blutgruppenbestimmungen (AB0, Rhesusfaktoren) sowie AK-Suchtest: 10 ml Nativblut venös, Röhrchen mit Namen, Vornamen und Geburtsdatum beschriften.

    • Verträglichkeitsprobe: „Kreuzprobe“ → vorgeschrieben! Das Material sollte nicht gleichzeitig mit dem BluttransfusionKreuzprobeBlut für die Blutgruppenbestimmung abgenommen werden. Die Differenzierung evtl. vorliegender AK und Bereitstellung verträglicher Präparate kann mehrere Stunden benötigen. Nur bei vitaler Ind. Notfalltransfusionen, keine Kreuzprobe. Deshalb rechtzeitige Anforderung, aussagefähige klin. Angaben. Cave: Spätestens nach 72 h muss eine neue Verträglichkeitsprobe auch für bereits als verträglich getestete Präparate mit frisch entnommenem Blut erfolgen.

  • Eine Verträglichkeitsprobe für FFP und TK ist nicht erforderlich (Ausnahme: stark erythrozytenkontaminierte TK).

  • Bei Ery-haltigen Präparaten muss AB0- und Rh-kompatibel transfundiert werden.

  • Jeden Transfusionsverlauf schriftlich dokumentieren (z. B. „o. B.“).

  • Kompatibilität: AB0-System Tab. 2.4. Ein Rhesus-SystemRh-neg. Empfänger muss Rh-neg. Erys erhalten. Ein Rh-pos. Empfänger kann Rh-pos. und Rh-neg. Erys erhalten.

Blutkomponenten und ihre Indikationen

  • Bestrahlte Blutprodukte (30 Gy) zur Prophylaxe der Graft-versus-Host-Reaktion bei schwerst Graft-versus-Host-ReaktionImmunsupprimierten (z. B. nach KMTx, bei kongenitalem Immundefektsy., intrauteriner Transfusion und bei Frühgeborenen < 37 SSW).

  • CMV-AK-neg. Blutprodukte bei CMV-AK-neg. hämatolog. Pat., frischtransplantierten (v. a. KM), AIDS-Pat., Schwangeren, 1. Lj.

Durchführung der Transfusion

Für alle Komponenten
  • Übereinstimmung von Pat. BluttransfusionDurchführungund angegebenem Empfänger, Blutgruppe und Konservennummer auf Präparat und Begleitpapier, Verfallsdatum, Unversehrtheit der Konserve überprüfen.

  • Unbedingt Chargendokumentationspflicht beachten!

  • Überprüfung des Präparats auf Gerinnung, Hämolyse.

Erythrozytenkonzentrate
  • Bedside-Test (Name!): AB0-Kurzbestimmung ErythrozytenkonzentratApplikationdes Empfängers am Bett ist obligat. Bedside-TestÜberprüfung der Blutgruppe der Konserve nicht zwingend vorgeschrieben (Verantwortung trägt Hersteller). Dokumentation des Ergebnisses des Bedside-Tests.

  • Schriftlichen Befund über Verträglichkeitsprobe persönlich überprüfen.

  • Bei Massivtransfusionen, bekannten Kälte-AK und MassivtransfusionNeugeborenen Verwendung eines Kälteautoantikörperspeziellen Wärmegeräts (nicht improvisieren – Hämolyse und Proteindenaturierung bei Überhitzung!), bei langsamer Transfusion müssen die EK nicht warm sein.

  • Sicherer venöser Zugang, keine Medikamente zusetzen, nur Transfusionsbestecke mit Filter-Tropfkammer verwenden. Tropfkammer nur zur Hälfte füllen.

  • Der Arzt muss die Transfusion selbst einleiten: 50 ml zügig transfundieren (Reaktion des Pat. beobachten: Wohlbefinden? RR, Puls?). Transfusionsdauer unter Normalbedingungen etwa 1 h. Regelmäßige Überwachung.

  • Zur Prophylaxe einer Volumenüberlastung (v. a. bei Herz- oder Niereninsuff.) Transfusionsdauer auf 3–4 h verlängern, ggf. Diuretika i. v.

  • Bei der Flüssigkeitsbilanzierung aufgedrucktes Volumen mitberechnen.

  • Leerer Blutbeutel mit Transfusionsbesteck muss unter aseptischen Bedingungen (sauberer Plastikbeutel) 24 h im Kühlschrank zur Klärung von evtl. Transfusionsreaktionen aufbewahrt werden (2.6.4).

Massivtransfusion (OP)

  • Mind. Massivtransfusion2 großlumige Zugänge (z. B. 14 G/braun, 16 G/grau)

  • Druckinfusion mit spezieller Manschette

  • Faustregel: je nach initialer Gerinnung ab 5 EK Gabe von FFP, z. B. 1 FFP auf 2 EK

  • Cave: Mangel an Gerinnungsfaktoren, Thrombos; Azidose (Stabilisator)

Notfalltransfusion

  • Transfusion Notfalltransfusionvon EK ohne Verträglichkeitsprobe nur bei vitaler Ind.!

  • Unbedingt vor Transfusionsbeginn 40 ml Nativblut für nachträgliche Blutgruppenbestimmungen und nachgezogene Verträglichkeitsproben abnehmen

  • Bei schon bekannter Blutgruppe des Pat. Bedside-Test, dann Transfusion

  • Bei unbekannter Blutgruppe EK der Blutgruppe 0 transfundieren, wenn möglich Rh-neg., schnellstmöglich auf tatsächliche Blutgruppe umstellen!

Thrombozytenkonzentrate
Indikationen
  • Routinemäßig bei Thrombos < 10/nl oder ThrombozytenkonzentratApplikationThrombozytopenie mit Blutungszeichen. Bei zusätzlichen Risikofaktoren, unerwartet raschem Thrombozytenabfall und bei Promyelozytenleukämie Substitution schon bei ≤ 20/nl

  • Bei allen diagn. Punktionen (Ausnahme: KM) und OP Thrombozytenwerte auf ≥ 50/nl halten, bei risikoreichen OP (Auge, Gehirn) Thrombozyten ≥ 80–100/nl

  • !

    Thrombozytenhemmende Medikamente (z. B. ASS, NSAID) meiden!

DurchführungTK werden über Standard-Transfusionsbestecke rasch (binnen 30 Min.) transfundiert, hierbei können mehrere TK nacheinander über ein einziges Transfusionssystem gegeben werden (darf max. 6 h benutzt werden). Zur Vermeidung von Alloimmunisierungen ggf. spezielle Leukozytenfilter verwenden, hierbei jedoch Reduktion der transfundierten Thrombozytenzahl (teuer). Bei inadäquatem Anstieg der Thrombozytenzahl des Empfängers oder persistierender Blutungsneigung Spenderauswahl nach HLA-Merkmalen.

  • Bereitstellung von TK benötigt Zeit, rechtzeitig daran denken (v. a. am Wochenende!); Rücksprache mit Blutbank.

  • Bei zu erwartender chron. Substitutionspflicht (z. B. hämatolog. Pat.) Verwendung von speziellem Filter zur LeukozytendepletionLeukozytendepletion, bei mangelhaftem Uptake ggf. HLA-kompatible Transfusion.

  • Sonderfall: Bei idiopathischer thrombozytopenischer Purpura (Werlhof-Krankheit), HUS, TTP (Moschcowitz-Krankheit), HELLP-Sy. und Verbrauchskoagulopathie sind Thrombozytentransfusionen ausschließlich bei manifester thrombozytopenischer Blutung oder auch kurzfristig periop. indiziert.

Plasmatransfusion: gefrorenes Frischplasma (GFP)/Fresh Frozen Plasma (FFP)
Indikationen
  • Manifeste Gerinnungsstörung Fresh Frozen PlasmaApplikationunterschiedlicher Genese, z. B. PlasmatransfusionBlutungskomplikationen bei Verbrauchskoagulopathie, Leberinsuff. (Ösophagusvarizenblutung!), Verdünnung oder Verlust (Massivtransfusion, s. o.).

  • Zur Substitution von Faktor V und Faktor XI.

  • Bei Überdosierung von Cumarinen, falls Wirkung von Vit. K nicht ausreichend früh einsetzt (hierbei alternativ PPSB).

  • Bei isoliertem Faktorenmangel besser entsprechende Konzentrate, ggf. DDAVP.

DurchführungPlasmen müssen AB0-kompatibel übertragen werden, eine serolog. Verträglichkeitsprobe wird nicht durchgeführt (2.6.1, Tab. 2.4).

Unerwünschte Wirkungen nach Transfusionen (Transfusionsreaktionen)

Ursachen
  • Häufigste Ursache: nichthämolytische febrile Transfusionsreaktion (NHFTR) BluttransfusionTransfusionsreaktionTransfusionsreaktiondurch Pat.-AK im HLA-System gegen mittransfundierte Leukos in EK und gegen Thrombos. Freisetzung von Mediatoren aus transfundierten Zellen.

  • Seltene Ursachen:

    • Fehltransfusion bei AB0-Verwechslung: hämolytische FehltransfusionSofortreaktion, „intravasale“ Hämolyse mit Gefahr der DIC und des ANV (9.8.1)

    • Irreguläre erythrozytäre AK, die in der Verträglichkeitsprobe nicht erfassbar waren. Intravasale (schwere Sofortreaktion) oder extravasale (Milz, RES) Hämolyse, meist verzögerte Reaktion (2–14 d), z. T. nur indirekt erkennbar durch fehlenden Hb-Anstieg

    • Bakt. bedingte Transfusionsreaktionen (v. a. gramneg. Endotoxinbildner): Schock (evtl. schon nach einigen Millilitern!), DIC

KlinikUnwohlsein, Unruhe, Juckreiz, Urtikaria, Kaltschweißigkeit, Fieber, Hitze- und Beklemmungsgefühl, Übelkeit, Bauch- oder Rückenschmerzen, Schüttelfrost, Tachykardie, Bronchospasmus, Blutdruckabfall bis hin zum Schock, ANV, Verbrauchskoagulopathie.
Diagnostik
  • Genaue Protokollierung der Reaktion (was, ab wann, wie lange, welches Präparat?)

  • Asservierung der verdächtigen Blutkonserve mit System und sofortige Überstellung zur Blutbank, diese koordiniert die weiteren Untersuchungen

  • Abnahme von 20 ml Nativblut, EDTA-Blut und Urin (Kontrolle freies Hb i. S. und i. U., Haptoglobin, LDH, Bili)

  • Blutdepot/Transfusionsbeauftragten informieren

Therapie
  • Sofortiger Transfusionsstopp, Überwachung, ggf. auf Intensivstation

  • Bei NHFTR Antipyretika, z.B. Paracetamol

  • Je nach Klinik bei anaphylaktoider Reaktion:

    • Glukokortikoide i. v. (1–2 mg Prednison-Äquivalent/kg KG, ggf. mehr)

    • H1- (z. B. Dimetinden 4–8 ml) i. v.

    • Ggf. Schockther. mit Volumengabe und Katecholaminen

    • Bei schwerer hämolytischer Reaktion zusätzlich Ther. bzw. Prophylaxe von Crush-Niere und DIC

  • Bei kurzer blander Transfusionsreaktion vorsichtige Fortsetzung der Transfusion unter dir. Beobachtung erlaubt.

Infektionsrisiko durch Blutkomponenten

Blutspenden werden getestet BluttransfusionInfektionsrisikoauf Anti-HIV ¾ einschl. Subtyp O, HBsAg, Anti-HCV, TPHA-Test, GPT (ALT) und HCV-PCR. Ein Infektionsrisiko besteht auch bei neg. Serol. wegen der diagn. Lücke.
Infektionsrisiko in Deutschland: HIV : < 1 : 4 Mio., Hep. B: 1 : 260 000, Hep. C: 1 : 4 Mio. Darüber hinaus können weitere Krankheitserreger übertragen werden. Bakt. Sepsis: Thrombos 1 : 250 000, Erys 1 : 600 000. Für die Gewinnung von Plasmafraktionen werden große Mengen an Plasma aus Einzelblutspenden gepoolt (gemischt). Das Infektionsrisiko solcher gepoolten Seren ist höher. Deswegen Pat. sorgfältig aufklären!

Eigenblutspende

Bei Elektiv-OP mit zu erwartendem Transfusionsbedarf erwägen BluttransfusionEigenblutEigenblutspendeund frühzeitig (6–8 Wo. vor OP-Termin) Kontakt mit Klinik und transfusionsmedizinischen Einrichtung aufnehmen.
Der BGH verlangt die rechtzeitige präop. Aufklärung jedes potenziell geeigneten Pat. über die Eigenblutspende als „sicherste und risikoärmste Form der Blutübertragung“.
  • Unmittelbar präop. kann Eigenblutentnahme als Vollblutkonserve erfolgen und alsbald retransfundiert werden.

  • Bei gelagertem Eigenblut ist eine Komponententrennung obligat (Vermeidung der Retransfusion überalterter inaktiver Gerinnungsfaktoren sowie v. a. von Leukozytendetritus, freigesetzten Enzymen und sauren Stoffwechselprodukten im „Vollblut“).

Infusions- und Ernährungstherapie

Annette Stute und Arno J. Dormann

Tagesbedarf

Energie- und NährstoffbedarfFolgende Angaben sind grobe RuheenergieumsatzRichtwerte (Tab. 2.6,Ernährungparenterale Tab. 2.7, Tab. 2.8). Die Berechnung erfolgt immer anhand des aktuellen KG:
  • Stoffwechselstabiler Pat. (mobilitätsabhängig): 20–35 kcal/kg KG/d

  • Kritisch Kranke: 25 kcal/kg KG/d

  • Ältere Menschen: 20 kcal/kg KG/d mehr bei Aktivität/Mangelernährung: 24–36 kcal/kg KG/d

  • Übergewicht: 15–20 kcal/kg KG/d

  • Untergewicht/Mangelernährung: 30–35 kcal/kg KG/d

Bei Fieber Zunahme des tägl. Flüssigkeitsbedarfs um 10 ml/kg KG je 1 °C.

Substrate der parenteralen Ernährungstherapie

Kohlenhydrate
Energiegehalt 4 kcal/g.
IndikationenEnergiezufuhr. Glukose 5 % ist ein Glukoseparenterale Zufuhrannähernd isotones Parenterale ErnährungGlukoseSubstrat.
ApplikationsformenGlukose-Lsg. (500 ml Glukose 50 % entsprechen 1 000 kcal). Hochprozentige Lsg. (> 10 %) müssen über ZVK zugeführt werden (Reizung peripherer Venenwände).
KontraindikationenHyperglykämie, hypotone Hyperhydratation, Hyperosmolarität.
DosierungNormoglykämie anstreben (< 145 mg/dl) → Einsatz von Insulin, falls nötig.
  • 2–6 g/kg KG, mind. 2 g/kg KG, um Mobilisierung/Abbau von Eiweiß und Glukoneogenese zu verhindern

  • Bei onkologischen Pat. 3 g/kg KG, bei akutem Leberversagen 2–3 g bei akuter Pankreatitis 2–4 g, bei ASH und Leberzirrhose 50 % der Nicht-Protein-Energie

  • Reduzierte Zufuhr bei kritisch Kranken mit BZ > 145 mg/dl (8 mmol/l) und max. 8 IU Insulin/h

  • Max. Infusionsgeschwindigkeit: 0,25 g/kg KG/h

Glukoseaustauschstoffe

  • Fruktose sollte nicht eingesetzt Parenterale ErnährungGlukoseaustauschstoffeGlukoseaustauschstoffewerden, da bei hereditärer Fruktoseintoleranz Gefahr der Hypoglykämie trotz KH-Zufuhr, Schock mit metabolischer Azidose, Laktat- und Transaminasenanstieg. KO: therapierefraktäres, tödliches Leber- und Nierenversagen!

  • Xylit wird aufgrund kontroverser Datenlage nicht generell empfohlen.

Aminosäuren
Sollten bei parenteraler Ernährung stets Parenterale ErnährungAminosäureninfundiert werden. Aminosäuren, parenterale ZufuhrWichtig für gute Utilisation sind ausreichend Nichtstickstoffenergieträger (Verhältnis: etwa 1 g AS : 16–24 kcal). Energiegehalt 4 kcal/g.
IndikationenVerhinderung/Minderung der Katabolie.
KontraindikationenAngeborene AS-Stoffwechselstörungen (z. B. Phenylketonurie, Zystinurie, Ahornsirupkrankheit), schwere AS-Verwertungsstörungen (z. B. Leberfunktionsstörungen).
Dosierung
  • 0,8–1 g/kg KG

  • Bei chron. Niereninsuff. mit GFR < 70 ml/Min. 0,55–0,6 g/kg KG

  • Bei akuter Pankreatitis, Leberzirrhose, CAPD, ASH, akuter Pankreatitis 1,2–1,5 g/kg KG

  • Bei Mangelernährung, onkologischen Pat. > 1,5 g möglich

  • Bei Verbrennungen oder Niereninsuff. mit Nierenersatzverfahren bis zu 2,5 g/kg KG

  • Max. Infusionsgeschwindigkeit: 0,15 g/kg KG/h

  • Glutamin: Substitution bei kritisch Kranken ohne wesentliche enterale Ernährung als GlutaminsubstitutionDipeptid (0,2–0,26 g/kg KG/d)

  • Bei Leberzirrhose (Enzephalopathie III–IV): angereicherte AS-Lsg. mit verzweigtkettigen AS.

  • Niereninsuff.: angereicherte AS-Lsg. mit essenziellen AS und L-Histidin zur Reduktion der Harnstoffsynthese.

Fette
Hohes Energieangebot bei Parenterale ErnährungFetteniedrigem Flüssigkeitsvolumen, periphervenös applizierbar, Energiegehalt 10 kcal/g.
IndikationenSpätestens nach 7 d parenteraler Ernährung Fettzufuhr erforderlich.
KontraindikationenHypertriglyzeridämie (> 1 000 mg/dl), schwere Hyperlipoproteinämie (hereditäre/erworbene Triglyzeridhydrolysestörungen), metabolische Azidose.
Dosierung
  • 0,7–1,3 g/kg KG.

  • Bei hohem Energiebedarf 1,5 g/kg KG

  • Bei akutem Leberversagen 0,8–1,2 g/kg KG/d, 40–50 % der Nicht-Protein-Energie bei Leberzirrhose

  • Bei onkologischen und geriatrischen Pat., stabiler COPD, ASH > 35 % der Ges.-Energie möglich

  • Einsatz von Omega-3-Fettsäuren bei kritisch Kranken und mangelernährten chirurgischen Pat.

  • Applikation über mind. 12 h, bei kritischer Stoffwechselsituation über 24 h

TherapiekontrolleRegelmäßige Triglyzeridbestimmung, initial alle 2 d.
  • Triglyzeride > 400 mg/dl unter laufender Infusion → Dosisreduktion

  • Triglyzeride > 1 000 mg/dl unter laufender Infusion → Pausieren der Lipidzufuhr

  • Bei Neigung zu Hyperglykämien unter parenteraler Ernährung Erhöhung der Fettzufuhr zulasten der KH-Gabe möglich

  • Einsatz von Lipid-Lsg. mit LCT und MCT: verbesserter Metabolismus

Prinzipien der parenteralen Ernährung

IndikationenNur wenn enterale Ernährung, inkl. Jejunalsonde oder PEG (2.7), nicht möglich ist. Ziel sollte immer (auch Parenterale ErnährungPrinzipienbei Intensivpat., z. B. Langzeitbeatmung) der enterale Kostaufbau sein, da hierdurch die Prognose der Pat. verbessert wird.
ErnährungskonzeptDas Ernährungskonzept hängt ab von Ernährungszustand, Stoffwechsellage und voraussichtlicher Dauer der parenteralen Ernährung. Prinzipiell zurückhaltende bedarfsorientierte Ernährung, selbst bei ausgedehnter OP nur Steigerung des Bedarfs um 10–30 %, selten sind bei voller parenteraler Ernährung mehr als 2 000 kcal notwendig. Der Ges.-Energieumsatz eines Kranken liegt i. d. R. nur 0–7 % über dem Ruheenergieumsatz.

  • Der aktuell gemessene/geschätzte Energiebedarf muss nicht unbedingt Ziel der Energiezufuhr sein → Substratverstoffwechslung durch Monitoring überprüfen!

  • Kontinuierliche Substratzufuhr über 24 h; gleichmäßige Infusionsgeschwindigkeit v. a. bei zentralvenöser Ernährung → Pumpsysteme verwenden (Intensivstation)

  • Spätestens nach 7 d parenteraler Ernährung Vit. (Multivitaminpräparate) und Spurenelemente substituieren (2.7.4)

ZugangswegAbhängig von Osmolarität (Tab. 2.9). Ab > 800 mosmol/l (→ Angaben auf Infusion) Ernährung über ZVK, sonst periphervenös möglich. Periphervenös ist i. d. R. nur eine hypokalorische Ernährung möglich.
MonitoringBZ (140–200 mg/dl), Laktat, Harnstoff, Triglyzeride (< 350 mg/dl), BB, E'lyte, fakultativ NH3 und Urinausscheidung. Genaue Flüssigkeitsbilanz!
Beendigung einer parenteralen ErnährungLangsamer enteraler Nahrungsaufbau (Beginn mit flüssiger/Nahrungsaufbau, enteralerbreiiger Kost, zügiger Übergang zur leichten Kost, bei guter Verträglichkeit Steigerung auf Vollkost. Häufig begleitend Einsatz von Supplementen (Trinknahrung) notwendig, langsam u zwischen den Mahlzeiten trinken! Parallel Infusionsmenge schrittweise reduzieren.

Refeeding-Syndrom

Gefährliche KO bei Wiederbeginn Refeeding-Syndromeiner adäquaten Nährstoffzufuhr bei Mangelernährung/nach Gewichtsabnahme von > 10 %/7–10 d Nahrungskarenz/BMI < 18,5 mit Gefahr von E'lytentgleisungen und Vitaminmangelzuständen und sich daraus ergebenden Organfunktionsstörungen.
  • Prävention: Monitoring von K+, Na+, Mg2+ und Phosphat, BZ und Flüssigkeitsbilanz sowie Vitalparameter vor und während der Ernährungsther.

  • Vorgehen: Beginn mit Glukose (max. 150 g/d), 10–15, max. 20 kcal/kg KG/d Eiweiß 1,2–1,5 g/kg KG, Substitution von Thiamin, Steigerung der Zufuhr je nach Verstoffwechselung: Monitoring!

Stufenkonzept der parenteralen Ernährung

Stufe 1: Periphervenöse Flüssigkeitszufuhr mit Glukoseanteil
IndikationenNach FlüssigkeitSubstitutionkleinen OP, bei gutem EZ, Dauer der Nahrungskarenz bis 3 d.
ZusammensetzungE'lytl-ElektrolyteSubstitutionLsg. (Ringer/Jonosteril®) und zusätzlich ggf. 5 % Kohlenhydrate (z. B. Sterofundin®/Glukose 5 %®/Tutofusin®). Cave: Glukose verwenden, keine Zuckeraustauschstoffe.
Dosierungsbeispiel (70 kg)3 000 ml/d ≅ 40 ml Wasser/kg KG. Davon ≅ 5 % Glukose ≅ 100 g Glukose ≅ 400 kcal/24 h.
Stufe 2: Periphervenöse Basisernährung
IndikationenNach mittleren OP, bei leichter Basisernährung, periphervenöseKatabolie, gutem EZ, Nahrungskarenz 2–5 d.
ZusammensetzungMeist als Komplettlsg., z. B. Salviamin® 3,5 GE, Aminoven® 3,5 % GE, Periplasmal® 3,5 % mit Glukose.
  • Pro Liter 50 g Glukose und 35 g AS = 340 kcal

  • E'lyte und Flüssigkeit (Na+ 2 mmol/kg KG/d, K+ 1 mmol/kg KG/d)

  • Bei eingeschränkten Fettreserven/hohem Energiebedarf/reduziertem AZ/Mangelernährung zusätzlich Fettemulsionen 10–20 %. Dosierung 1 (–2) g Fett/kg KG/d

Dosierungsbeispiel (70 kg)3 000 ml Kombinationslsg. enthält 105 g AS ≅ 420 kcal, 150 g KH ≅ 600 kcal, Summe1 020 kcal Fakultativ 250 ml Lsg. 20 % 50 g Fett ≅ 500 kcal Summe1 520 kcal22 kcal/kg KG.
Stufe 3: Bilanzierte vollständige parenterale Ernährung
IndikationenLängerfristige (> 5–7 d) totale parenterale Totale parenterale ErnährungErnährung (TPE), z. B. nach schwerer OP, Polytrauma, Verbrennungen, Kurzdarmsy.; bei stark reduziertem AZ und EZ. Zentraler Zugang erforderlich, sukzessive Steigerung der Energiezufuhr bis zum Bedarf!
ZusammensetzungAll-in-One-Lsg. (Drei-Kammer-Beutel): Wasser, Glukose, AS, Fett und E'lyte sind im Beutel, werden direkt vor Applikation durchmischt (Volumina 550–2 500 ml = 550–2 500 kcal). Vit. und Spurenelemente sollten zugespritzt werden. E'lyte und Flüssigkeit nach Laborkontrollen und Bilanz dosieren.
Beispiel für parenterale Standardernährung (Dosierung/24 h)70 kg; Bedarf: 2 250 ml, 1 750 kcal = 25 kcal/kg KG/d, z. B.:
  • Olimel® 4,4 %, 1 500 ml, 1 710 kcal (66,4 g AS, 210 g Glukose, 60 g Fett)

  • Olimel 5,7 % 1 500 ml, 1 600 kcal (85,4 g AS, 165 g Glukose, 60 g Fett)

  • Smofkabiven®, 1 477 ml, 1 600 kcal (75 g AS, 187 g Glukose, 56 g Fett)

  • Nutriflex® Lipid Plus, 1 875 ml, 1 898 kcal (72 g AS, 225 g Glukose, 75 g Fett)

Zusätze
  • E'lyt-Lsg. zur Abdeckung des restlichen Flüssigkeitsbedarfs

  • Vit., z. B. Cernevit® (ohne Vit. K) oder FrekaVit® fett- und wasserlöslich

  • Spurenelemente, z. B. Addaven®, Addel Trace®

Enterale Ernährung

Annette Stute und Arno J. Dormann
Ernährung über Magensonde, ErnährungenteraleJejunalsonde, PEG. Legen von Magensonde und PEG 2.5.2.
VorteilPhysiologischste Form der künstlichen Ernährung, keine Zottenatrophie, Erhaltung der intestinalen Barriere, verminderte Blutungsneigung aus peptischen Läsionen, verminderte Infektionsgefahr durch ZVK, bessere Progn. auf Intensivstation, komplikationsärmer als parenterale Ernährung.
IndikationenKau- oder Schluckstörungen, reduzierter AZ (Z. n. SondenernährungGewichtsverlust, Kachexie, große OP). Postop. unterhalb der Anastomose (meist Jejunalsonden), Intensivstation (Sepsis, Pneumonien, Langzeitbeatmung etc.). Unzureichende orale Nahrungszufuhr bei unterschdl. Krankheitsbildern.
KontraindikationenUlcus ventriculi et duodeni. GI-Blutung, Ileus.
Vorgehen
  • Berechnung des Ges.-Bedarfs an Kalorien 2.7 (i. d. R. 1 500–2 000 kcal)

  • Berechnung des Ges.-Bedarfs an Flüssigkeit 2.7 (i. d. R. 2 000–3 000 ml)

  • Einschätzen des Stoffwechsels 2.7

Auswahl der Nahrung
  • Hochmolekulare nährstoffdefinierte Sondennahrung: bei normaler Motilität, Digestion und Resorption. Eiweiße, KH, Fette (v. a. Triglyzeride), Vit., Mineralstoffe und Spurenelemente, Ballaststoffe. Als hypo-, normo- und hochkalorische Nahrungen verfügbar (0,75–2,0 kcal/ml)

  • Modifizierte Nahrungen:

    • Standardnahrung mit MCT-Fetten (bei Fettverwertungsstörungen/Chylusfistel/exokriner Pankreasinsuff., Z. n. Whipple-OP, ggf. bei postcibaler Asynchronie nach Gastrektomie/Ösophagektomie)

    • Standardnahrung mit erhöhtem Eiweißgehalt (Mangelernährung, onkologischer Pat., Dekubitus, Leberzirrhose)

    • Milcheiweißfreie Standardnahrung (bei unklaren Diarrhöen/Antibiotikagabe) sowie Spezialnahrungen für prä- und terminale Niereninsuff., Leberzirrhose mit hepatischer Enzephalopathie (verzweigtkettige AS) und zur Immunmodulation

  • Niedermolekulare chemisch definierte Sondennahrung: selten nötig bei eingeschränkter Digestion/Absorption (Malassimilationssy., Strahlenenteritis). KH vorwiegend als Oligosaccharide, Fette als mittelkettige Triglyzeride (MCT), Eiweiß überwiegend als Oligopeptide, Vit., Mineralstoffe, Spurenelemente, ballaststofffrei, Energiedichte: 1–1,5 kcal/ml

  • In der Regel sind Sondennahrungen ab 1 000–1 500 ml bzw. kcal voll bilanziert

Applikation
  • In der Regel Schwerkraft- oder idealerweise Pumpensysteme verwenden, bei jejunaler Lage nur Pumpenapplikation und max. Laufrate 150 ml/h

  • Beginn: bei Magensonden sofort, bei Anlage einer perkutanen Sonde 2–4 h nach Anlage möglich. Intraop. gelegte Jejunalsonden am gleichen oder nächsten Tag verwenden

  • Gastrale Sonde: je nach individueller Toleranz bis > 200 ml/h steigerbar

  • Bei intraop. gelegten Jejunalsonden Kostaufbau nach Rücksprache mit Chirurgen meist nur sehr langsam mit kleinen Mengen (≤ 500 ml/24 h) und niedriger Laufrate 10–20 ml/h möglich

  • Vor und nach jeder Gabe von Nahrung und Medikamenten (einzeln verabreichen!) die Sonde mit 20–50 ml stillem Wasser spülen

  • Überleitsysteme und Beutel alle 24 h wechseln (Keimbesiedlung)

  • Nahrungsmenge- und Laufrate während des Kostaufbaus nur steigern, wenn keine abdom. Schmerzen/Reflux/Erbrechen/Diarrhöen auftreten

KontrollenKlin. Untersuchung tägl. (Wundinspektion, akutes Abdomen?), BZ-Tagesprofil, E'lyte, Krea alle 2 d. Leberwerte, Bili, Triglyzeride, Albumin, Phosphat 1 × wöchentlich Stuhlanamnese.
Komplikationen
  • Abdominalschmerzen, Erbrechen (Aspirationsgefahr)

  • Dumping-Sy. (7.4.3)

  • Diarrhö: Sondennahrung zu kalt, zu schnell eingelaufen? Sonde zu tief? Menge zu groß? Nahrung zu hochkalorisch? Bakt. Kontamination? Osmotische Diarrhö? Medikamentenbedingt?

  • HyperosmolaresTube Feeding Syndrome, hyperglykämisches Koma (Tube Feeding Syndrome)

  • Aspiration

  • Refeeding-Sy. (2.7.3)

  • Druckulzera bei nasoenteralen Sonden. Deshalb bei länger notwendiger enteraler Sondenernährung immer an PEG- bzw. Jet-PEG oder EPJ-Sonde denken!

  • Bei Gastrostomie oder Jejunostomie (2.5.2) Peritonitisgefahr

KostaufbauNach Nahrungskarenz oder längerfristiger parenteraler Ernährung langsamerer Kostaufbau notwendig, bei jejunaler Lage Beginn mit einer Laufrate von 30 ml/h, Steigerung in 20-ml-Schritten bis max. 150 ml/h Tab. 2.10.

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