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B978-3-437-43690-1.10021-X

10.1016/B978-3-437-43690-1.10021-X

978-3-437-43690-1

Schema des Konzentrationsprofils einer lipidlöslichen Substanz in der Plasmamembran. Nach Zugabe einer lipidlöslichen Substanz (mit dem Verteilungsquotienten cm/cw 2) in die wässrige Phase links von der Plasmamembran stellen sich im quasistationären Zustand die gezeigten Konzentrationen ein.

Messung des elektrischen Widerstands und der Kapazität in einer Zelle.

a) Messanordnung. In eine von Elektrolytlösung umgebene Zelle wird eine Mikroelektrode eingeführt, die über einen Gleichspannungsgenerator mit einer Referenzelektrode im Bad verbunden ist.

b) Die Stromflüsse nach Anlegen und Abschalten einer Spannung (U) von 50 mV. Nach Anschalten oder Abschalten der Spannung fließen transiente Ströme (I in Ampere, A), durch die die Membran kapazitativ aufgeladen wird (orange dargestellt). Im quasistationären Zustand beobachtet man einen kleinen Stromfluss (grün), dessen Größe von der Leitfähigkeit der Plasmamembran für die Ionen in der Elektrolytlösung abhängt.

Anordnung zur Messung von Membranspannungen.

Zwei Kalomelelektroden registrieren unterschiedliche elektrische Potenziale in zwei durch eine semipermeable Membran getrennten K+-Lösungen unterschiedlicher Konzentration. Die Potenzialdifferenz zwischen beiden Lösungen (E ' – '') wird mithilfe eines Voltmeters gemessen. Der Fluss von K+-Ionen durch die Membran ist durch rote Pfeile dargestellt. Er erzeugt an der Membran eine Potenzialdifferenz, die dem K+-Fluss entgegenwirkt.

Schemata zur Funktion von Poren, Kanälen, Transportern und Carriern.

a) Modell einer Pore für Wasser. Sie ist immer offen und besitzt eine Engstelle, durch die ihre Selektivität erzeugt wird.

b) Modell eines kationenspezifischen Kanals. Er enthält ein Selektionsfilter mit zwei negativen Ladungen. Die Geschwindigkeit der Reaktionen ist durch die Dicke der Pfeile dargestellt.

c) Transportermodell eines einfachen passiven Transporters. Die Substratbindungsstelle ist im Zustand Ta für extrazelluläre und im Zustand Ti für intrazelluläre Substrate zugänglich. Im unteren Teil ist der Transportvorgang in einem einfachen Reaktionsschema dargestellt. S symbolisiert das Substrat, Ta und Ti die Konformationen der Substratbindungsstelle und TaS bzw. TiS Substrat-Transporter-Komplexe.

d) Modell des Carriers Valinomycin. Valinomycin komplexiert Kaliumionen und kann die Lipidphase mit oder ohne Kalium durchqueren. Der Kaliumtransport durch Valinomycin kann ebenfalls durch das in (c) dargestellte Reaktionsschema beschrieben werden.

Modell des Komplexes von Valinomycin mit K+. Die Carbonylsauerstoffatome der Valinreste, die den Chelatkomplex mit K+ bilden, sind dunkelrot, die anderen Sauerstoffatome hellrot gezeichnet. Die Kohlenstoffatome sind grau, die Stickstoffatome blau und die Wasserstoffatome weiß gefärbt. Die Außenseite des Komplexes besteht aus Seitenketten hydrophober Aminosäuren.

Elektrische Charakterisierung eines Ionenkanals in der Patch-clamp-Technik. Ein Membranflecken mit einem ATP-abhängigen Kaliumkanal (Kir-Kanal) wurde mit einer Saugelektrode aus der Plasmamembran einer Zelle isoliert und in eine Badlösung mit 100 mmol L–1 KCL verbracht. Das Membranpotenzial wurde durch zwei Spannungselektroden eingestellt. Die Auslenkung des Membranpotenzials bei Öffnung des Kanals wurde durch Stromeinspeisung mithilfe einer Stromelektrode ausgeglichen. Der zugeführte Strom entspricht dabei dem Stromfluss durch den Kanal.

a) Messanordnung.

b) Einzelkanalleitfähigkeit. Bei einer angelegten Spannung von –50 mV wurde die Öffnung eines Kanals im Patch durch Änderung der ATP-Konzentration im Bad von 5 mmol L–1 auf 1 mmol L–1 ausgelöst. Nach R 1/S U/I (R Widerstand in , S Leitfähigkeit in Siemens, U Spannung in Volt, I Stromstärke in Ampere) entspricht 1 pA bei einer angelegten Spannung von –50 mV einer Leitfähigkeit von 20 pS.

c) Durch statistische Analyse bestimmte Offenwahrscheinlichkeit von Kir-Kanälen in Abhängigkeit von der intrazellulären ATP-Konzentration (ATP-Konzentration im Bad).

d) Strom-Spannungskennlinie des Kir-Kanals bei 1 mmol L–1 ATP in Gegenwart eines zellauswärts gerichteten K+-Gradienten von 100 mmol L–1 > 10 mmol L–1 (Bad > Pipette). Das Umkehrpotenzial liegt, wie nach der Nernst-Gleichung erwartet, bei –67 mV.

Strukturen der -Untereinheiten spannungsgesteuerter Natrium-, Calcium- und Kaliumkanäle der VIC-Superfamilie.

a) Struktur der -Untereinheit eines spannungsgesteuerten Natriumkanals. Sie besteht aus vier Bereichen (I–IV) mit jeweils sechs transmembranären -Helices. Die 1-Untereinheit der spannungsabhängigen Calciumkanäle ist sehr ähnlich aufgebaut. Die für die spannungsgesteuerte Hemmung verantwortliche Domäne ist orange hervorgehoben.

b) Struktur der kleineren -Untereinheit spannungsgesteuerter Kaliumkanäle der VIC-Superfamilie.

Die in (c) in der Aufsicht dargestellte Pore entsteht bei den spannungsgesteuerten Natrium- und Calciumkanälen durch Assoziation der Proteinbereiche I–IV und bei den spannungsgesteuerten Kaliumkanälen durch Zusammenlagerung von vier -Untereinheiten. Der Spannungssensor in der vierten Transmembrandomäne ist grün und die Schleife in der Kanalpore rot dargestellt.

Topologie und Oligomerisierung von Kir6.2-Kanal und SUR-Rezeptor. (a) Topologie einer SUR1- und einer Kir6.2-Untereinheit mit zwei Nucleotidbindungsstellen (NBD). (b) Modell des Oligomers mit den Bindungsstellen für Adenosintriphosphat (ATP) und Sulfonylharnstoff (SU).

Rolle des Kir1-Kanals bei der glucosegesteuerten Insulinsekretion in den -Zellen der Langerhans-Inseln im Pankreas. Die blau markierten Proteine sind an der Steuerung der Insulinsekretion beteiligt. Es handelt sich um den niederaffinen passiven Glucosetransporter GLUT2, die Glucokinase, den Kir6.2-Kanal mit dem assoziierten SUR-Rezeptor und einen potenzialabhängigen Calciumkanal. SU Sulfonylharnstoff.

Rolle des ENaC-Kanals bei der Rückresorption von Natrium und Wasser und Sekretion von Kalium. Die Pars convoluta des distalen Tubulus und die Sammelrohre in der Niere, in denen ENaC exprimiert ist, sind gelb gefärbt. Na+ wird über den Natriumkanal ENaC aus dem Tubuluslumen in die Zelle aufgenommen und mithilfe der Na+-K+-ATPase in das Interstitium transportiert. Das dabei in die Zelle transportierte Kalium gelangt durch einen Kaliumkanal in den Harn.

Rolle des CFTR-Kanals bei der Resorption von NaCl in den Ausführungsgängen der Schweißdrüsen.

Struktur von Gap-junction-Kanälen.

a) Topologie eines Connexinmoleküls. Die extrazellulären Schleifen, welche die Assoziation von Connexonen vermitteln, sind grün gefärbt. Das C-terminale Ende, das am Gating beteiligt ist, ist rot gefärbt.

b) Ein Gap-junction-Kanal besteht aus zwei Semikanälen (Connexonen), die jeweils sechs Connexinuntereinheiten enthalten.

Quaternärstruktur des humanen Aquaporins 1.

a) Blick von der Seite auf ein Aquaporinmonomer.

b) Blick von oben auf ein Aquaporintetramer. Die weißen Kugeln sollen Wassermoleküle darstellen.

Porenbildung durch Komplement und Perforine.

a) Komplementporen. An der Bildung von Poren durch das Komplementsystem sind die Komplementproteine C5–C9 beteiligt. Die Komplexbildung wird durch Aktivierung von C5 (C5*) eingeleitet.

b) Perforinporen. Aktivierte zytotoxische T-Zellen sezernieren Perforinmonomere, die nach Bindung von Ca2+ eine Konformationsänderung erfahren, durch die hydrophobe Domänen exponieren. Das ermöglicht ihnen den Einbau in die Plasmamembran der Zielzellen.

Typische Raumstrukturen von P-ATPasen, V-ATPasen und ABC-Transportern. Die V-ATPase besitzt einen V0-Teil (braun) und einen V1-Teil (pink). Als Beispiel für eine P-ATPase ist die Na+-K+-ATPase mit drei Bindungsstellen für Na+ und zwei Bindungsstellen für K+ gezeigt. Bei dem dargestellten ABC-Transporter handelt es sich um den MDR1-Transporter, der hydrophobe Substanzen aus Zellen heraustransportiert.

Reaktionsschritte der Na+-K+-ATPase. Die einzelnen Schritte sind im Text beschrieben.

Strukturformeln von -Aspartylphosphat und Digitoxigenin.

Mechanismus der positiv inotropen Wirkung von Digitalis am Herzmuskel. Hemmung der Na+-K+-ATPase durch Ouabain (1) hat eine Erhöhung der intrazellulären Na+-Konzentration (2) zur Folge. Dadurch werden die treibende Kraft für den Ca2+ Export durch den 2 Na+-Ca2+-Antiporter erniedrigt (3) und die intrazelluäre Ca2+ Konzentration erhöht (4). Dies bewirkt eine Steigerung der Kontraktionskraft (5).

HCl-Sekretion in den Belegzellen des Magens.

Die H+-K+-ATPase in der luminalen Membran transportiert Protonen aus der Zelle heraus, die durch intrazelluläres CO2 und Wasser mithilfe der Carboanhydrase (CA) bereitgestellt werden. Das dabei in die Zelle transportierte K+ rezirkuliert durch einen Kaliumkanal. Das in der Zelle entstehende Bicarbonat wird über einen Bicarbonat-Cl-Austauscher basal ausgeschieden. Dabei wird Cl in die Zelle transportiert, das durch einen Chloridkanal über die luminale Membran diffundiert.

Topologie von Transportern und Kanälen der ABC-Superfamilie. Die Nucleotidbindungsdomänen (NBD) sind rot markiert.

Transporter, die an der Resorption von D-Glucose und Fructose im Dünndarm beteiligt sind.

Transporter, die an der Resorption von Aminosäuren im Dünndarm beteiligt sind.

Transporter, die an der Resorption von Nucleosiden und Vitaminen im Dünndarm beteiligt sind.

Rückresorption von NaCl im geraden und gewundenen Teil des distalen Tubulus.

a) Die Rückresorption von NaCl in der Pars recta des distalen Tubulus, dem sog. Verdünnungssegment, ist der Motor der Harnkonzentrierung und erfolgt durch das Zusammenwirken der dargestellten Transporter und Kanäle. Transporter und Kanäle, bei denen Mutationen als Ursache des Bartter-Syndroms identifiziert wurden, sind mit Ⓑ gekennzeichnet.

b) Die Rückresorption von NaCl in der Pars convoluta dient zusammen mit der NaCl-Rückresorption im Sammelrohr (Abb. 21.10) der Feinregulierung der NaCl-Ausscheidung.

Funktionen von Bicarbonattransportern der SLC4-Familie.

a) Rolle des HCO3-Cl-Austauschers AE1 (SLC4-A1) bei der CO2-Aufnahme und O2-Abgabe in peripheren Kapillaren. Die mithilfe der Carboanhydrase II (CAII) frei gewordenen Protonen bewirken die Freisetzung von an Hämoglobin (Hb) gebundenem O2 (Bohr-Effekt).

b) Rolle des Na+-HCO3-Cotransporters bei der Absorption von HCO3 im proximalen Tubulus. Die nach luminaler Aufnahme von CO2 entstehenden Protonen werden über den Na+-H+-Austauscher NHE3 (SLC4-A4) und eine H+-ATPase aus der Familie ATP6 in das Lumen der Tubuli transportiert. Die Carboanhydrase IV (CAIV) ist mit der Bürstensaummembran assoziiert.

Arzneimitteltransporter in Hepatozyten.

Modell der Tertiärstruktur von OCT1 mit der nach innen geöffneten Substratbindungstasche.

a) Blick von der Seite.

b) Blick von innen. Aminosäuren in der Substratbindungsregion sind farbig dargestellt. Sie befinden sich an der vierten (grün), zehnten (blau) und elften (rot) transmembranären -Helix.

Die wichtigsten Ionenkanäle und Krankheiten, die durch Mutationen in ihren Genen verursacht werden

Tab. 21.1
Gruppe (Superfamilie) Familien Funktion durch Mutation bedingte Krankheiten
  • SCN

  • (VIC)

SCN spannungsabhängige Natriumkanäle (SCN-1B) epileptische Anfälle; (SCN-4A) Myotonie bzw. Paralyse; (SCN-5A) Long-QT-Syndrom
  • CACN

  • (VIC)

CACN spannungsabhängige Calciumkanäle (CACN-A1A) halbseitige Migräne, Ataxie; (CACN-A1S) hypokaliämische periodische Paralyse
  • KCN

  • (VIC)

  • KCNA-F,H,Q

  • (Kv, Eag, BK, SK, IK)

spannungsabhängige sowie spannungs- und calciumabhängige Kaliumkanäle
  • (KCNA-1 oder Kv-1.1) episodische Ataxie;

  • (KCNQ-1) Long-QT-Syndrom mit Innenohrschwerhörigkeit

  • KCN

  • (VIC)

  • KCNG

  • (CNG, HCN)

durch zyklische Nucleotide gesteuerte Kationenkanäle (KCNG-1) Retinitis pigmentosa
KCN KCNK rektifizierende Kaliumkanäle mit kleinen Leitfähigkeiten
KCN
  • KCNJ

  • (Kir)

spannungsabhängige, einwärtsgerichtete Kaliumkanäle (KCNJ-1 oder Kir1.1) Bartter-Syndrom; (KCNJ-11 oder Kir6.2) Hyperinsulinämie mit Hypoglykämie
ABC (ABC) ABCC-8,-9 (SUR1, 2) Teil des Kaliumkanals Kir6.2 (ABCC-8) neonataler Diabetes
SCN
  • SCNN

  • (ENaC)

amiloridhemmbare Natriumkanäle (SCNN-1B oder ENaC- Untereinheit) Liddle-Syndrom mit Hypertonie bei Aktivierung, Hypotonie bei Inaktivierung
  • (Cystein-Schleifen-Rezeptoren)

CHRN nicotinischer Acetylcholinrezeptor (Kationenkanal) (CHRN-A1, CHRN-B1,CHRN-G1 oder CHRN-D) kongenitale Myasthenia gravis; (CHRN-A4) nächtliche Frontallappenepilepsie
  • (Cystein-Schleifen-Rezeptoren)

GLR, GABR Glycin- und GABAA-Rezeptoren (Chloridkanäle) (GLR-A1) Startle-Syndrom; (GABR-B3) Angelman-Syndrom
GLU GLU-R, GLU-KA, GLU-NR Glutamatrezeptoren (Kationenkanäle)
TRP TRP Kationentransporter mit unterschiedlichen Funktionen (TRPP1) polyzystische Nieren
CLC CLC spannungsabhängige Chloridkanäle (CLC-Kb) Bartter-Syndrom; (CLC-N1) Myotonie; (CLC-N5) Nierensteine
  • CFTR

  • (ABC)

CFTR ATP-abhängiger Chloridkanal Mukoviszidose

Abkürzungen: SCN Sodium channel, VIC Voltage-gated ion channels, CACN Ca2+ und channel, KCN K+ und channel, Kv K+ und voltage, KCNQ K+, channel und Long-QT-Syndrom, Eag Ether--go-go, BK Big und K+, SK Small und K+, IK Intermediate und K+, Kir K+ inward rectifiers, ABC ATP binding cassette, SUR Sulfonyl urea receptor, CNG Cyclic nucleotide gated, HCN Hyperpolarization und cyclic nucleotide, ENaC Epithelial; Na+ und channel, CHRN Choline, receptor und nicotinic, GLR Glycine und receptor, GABR GABA und receptor, TRP Transient receptor potential

P-Typ- und V-Typ-ATPasen in der Zellmembran

Tab. 21.2
Familie Bezeichnung, Substrat(e), Transportmechanismus Lokalisation durch Mutation bedingte Krankheiten
ATP1 Na+-K+-ATPase (P-Typ): Austauscher von Na+ gegen K+ alle Zellen
ATP2 ATP2B1-4 (Ca2+-ATPasen, P-Typ): Austauscher von Ca2+ gegen H+
  • Erythrozyten und andere

  • Zellen

ATP4 H+-K+-ATPase (P-Typ): Austauscher von H+ gegen K+ Belegzellen des Magens
ATP6 H+-ATPase (V-Typ): Transport von H+ Niere distale renale Azidose mit Schwerhörigkeit
ATP7 Cu2+-ATPase (P-Typ): Transport von Cu2+ Nervenzellen Menkes-Krankheit
ATP8 ATPase (P-Typ): Transport von Aminophospholipiden Darm und Leber progressive familiäre intrahepatische Cholestase

Beispiele für ABC-Transporter

Tab. 21.3
Familie Bezeichnung, Substrate Lokalisation durch Mutationen bedingte Krankheiten
ABCA
  • ABCA-1: Cholesterin und Phosphatidylcholin;

  • ABCA-4: N-Retinylidene-Phosphatidylethanolamin

  • ABCA-7: Phospholipide

  • ABCA-1: Leber, Makrophagen, Dünndarm

  • ABCA-4: Retina

  • ABCA-7: fetale Leber, Milz, Thymus

  • ABCA-1: Tangier-Krankheit, HDL-Mangel, Atherosklerose, Hepatosplenomegalie, periphere Neuropathie

  • ABCA-4: degenerative Retinaerkrankungen, Retinitis pigmentosa

ABCB
  • ABCB-1 (MDR1): organische Kationen, Medikament

  • ABCB-4 (MDR3): Phosphatidylcholin

  • ABCB-11 (BSEP): Gallensäuren

  • ABCB-1: Darm, Leber, Niere, Hirnkapillaren, Tumorzellen

  • ABCB-4: Leber

  • ABCB-11: Leber

ABCB-4 und ABCB-11: progressive familiäre intrahepatische Cholestase
ABCC
  • ABCC-1 (MRP1) und ABCC-2 (MRP2): organische Anionen, Konjugate mit Glucuronsäure oder Glutathion, Leber

  • ABCC-3 (MRP3): Phosphatidylcholin

ABCC-1, ABCC-2 und ABCC-3: Leber
  • ABCC-2: Dubin-Johnson-Syndrom

  • ABCC-3: progressive familiäre intrahepatische Cholestase

ABCG
  • ABCG-2: Medikamente

  • ABCG-5, ABCG-8: Sterole

  • ABCG-2: Leber, Tumorzellen

  • ABCG-5, ABCG-8: Leber, Dünndarm

ABCG-5 und ABCG-8: Sitosterolämie mit frühzeitiger Atherosklerose und Hypercholesterinämie

Transporter für Monosaccharide und Lactat in Zellmembranen

Tab. 21.4
Bezeichnung, Transportmechanismus, Substrate Lokalisation durch Mutation bedingte Krankheiten
  • SLC2-A1 (GLUT1), SLC2-A2 (GLUT2), SLC2-A3 (GLUT3), SLC2-A4 (GLUT4): passive Transporter für D-Glucose und 2-Desoxy-D-Glucose

  • SLC2-A5 (GLUT5): passiver Transporter von D-Fructose

  • SLC2-A1: Erythrozyten, Hirnkapillaren, Nervenzellen

  • SLC2-A2: Leber, Niere, -Zellen des Pankreas

  • SLC2-A3: Nervenzellen; SLC2-A4: Skelett- und Herzmuskel, Fettgewebe

  • SLC2-A5: Dünndarm, Spermien

  • SLC2-A1: De-Vivo-Syndrom mit Krampfanfällen und Entwicklungsstörungen

  • SLC2-A2: Fanconi-Bickel-Syndrom

  • SLC5-A1 (SGLT1): Cotransporter von 2 Na+ mit D-Glucose oder D-Galaktose

  • SLC5-A2 (SGLT2): Na+-D-Glucose-Cotransporter

  • SLC5-A5 (NIS): Na+-J-Cotransporter

  • SLC5-A1: Dünndarm, Niere, Drüsen, Gehirn

  • SLC5-A2: Niere

  • SLC5-A5: Schilddrüse

  • SLC5-A1: Glucose-Galaktose-Malabsorption

  • SLC5-A2: renale Glucosurie

  • SLC5-A5: Hypothyreoidismus

SLC16-A1 (MTC1) SLC16-A3 (MTC3), SLC16-A4 (MTC4), SLC16-A7 (MTC2): H+-Cotransporter für Lactat, Pyruvat und Ketonkörper
  • SLC16-A1: ubiquitär

  • SLC16-A3 Niere, Gehirn, Leber

  • SLC16-A4: Skelettmuskel, Herzmuskel, Lunge, Plazenta

  • SLC16-A7: Leber

SLCA16-A1: Muskelschwäche bei körperlicher Belastung

Transporter für Aminosäuren und Neurotransmitter in Zellmembranen

Tab. 21.5
Bezeichnung, Transportmechanismus, Substrate Lokalisation durch Mutation bedingte Krankheiten
  • SLC1-A1 (EAAC1), SLC1-A2 (GLT-1), SLC1-A3 (GLAST): Na+-Cotransporter für Glutamat und Aspartat

  • SLC1-A4 (ASCT1), SLC1-A5 (ASCT2): Na+-Cotransporter für neutrale Aminosäuren

  • SLC1-A1: Gehirn, Darm, Niere

  • SLC1-A2: Gehirn, Leber

  • SLC1-A3: Gehirn, Herz, Skelettmuskel

  • SLC1-A4: ubiquitär

  • SLC1-A5: Lunge, Darm, Niere, Skelettmuskel

SLC1-A2: amyotrophe Lateralsklerose (ALS)
  • SLC6-A1 (GAT1), SLC6-A11 (GAT3), SLC6-A13 (GAT2): Na+-Cl-GABA-Cotransporter

  • SLC6-A2 (NET): Na+-Cl-Noradrenalin-Cotransporter

  • SLC6-A3 (DAT): Na+-Cl-Dopamin-Cotransporter

  • SLC6-A4 (SERT): Na+-Cl-Serotonin-Cotransporter

  • SLC6-A5 (GLYT2), SLC6-A9 (GLYT1): Na+-Glycin-Cl-Cotransporter

  • SLC6-A6 (TAUT): Na+-Cl-Taurin-Cotransporter

  • SLC6-A7 (PROT): Na+-Cl-Prolin-Cotransporter

  • SLC6-A8 (CRTR), SLC6-A10 (CT2): Na+-Cl-Kreatin-Cotransporter

  • SLC6-A12 (BGT1): Na+-Cl-Betain-Cotransporter

  • SLC6-A1, SLC6-A11: Gehirn

  • SLC6-A13: Gehirn, Leber

  • SLC6-A2: Gehirn, Nebenniere

  • SLC6-A3: Gehirn

  • SLC6-A4: Epithelzellen, Thrombozyten

  • SLC6-A5: Gehirn, Rückenmark

  • SLC6-A9: Gehirn

  • SLC6-A6: Gehirn, Retina, Leber Niere

  • SLC6-A7: Gehirn

  • SLC6-A8: ubiquitär

  • SLC6-A10: Hoden

  • SLC6-A12: Niere, Gehirn

  • SLC6-A1, SCL6-A11: Epilepsie, Schizophrenie

  • SLC6-A2: Depression

  • SCL6-A3: Morbus Parkinson

  • SCL6-A4: Angst, Depression, Autismus

  • SCL6-A6: Blindheit

  • SLC7-A1(CAT1), SLC7-A2 (CAT2), SLC7-A3 (CAT3): passiver Transport kationischer Aminosäuren

  • SLC7-A5 (LAT1), assoziiert mit SLC3-A2 (4F2hc): Antiporter für große neutrale Aminosäuren

  • SLC7-A6 (y+LAT2), assoziiert mit SLC3-A2 (4F2hc): Antiporter für basische Aminosäuren

  • SLC7-A7 (y+LAT1), assoziiert mit SLC3-A2 (4F2hc): Antiporter für basische Aminosäuren

  • SLC7-A8 (LAT2), assoziiert mit SLC3-A2 (4F2hc): Antiporter für neutrale Aminosäuren

  • SLC7-A9 (bo+AT), assoziiert mit SLC3-A1 (rBAT): passiver Transporter für große neutrale Aminosäuren, Cystin und basische Aminosäuren

  • SLC7-A1: ubiquitär

  • SLC7-A2: Leber; Skelettmuskel, Pankreas

  • SLC7-A3: Thymus, Ovar, Hoden, Gehirn

  • SLC7-A5: Gehirn, Ovar, Hoden, Hirnkapillaren

  • SLC7-A6: Gehirn, Darm, Hoden, Herz, Niere

  • SLC7-A7: Darm, Niere

  • SLC7-A8: Darm, Niere, Gehirn Ovar, Hoden, Skelettmuskel

  • SLC7-A9: Darm, Niere, Lunge, Gehirn, Leber

  • SLC7-A7: lysinurische Proteinintoleranz

  • SLC7-A9, SLC3-A1: Cystinurie

SLC36-A1 (PAT1), SLC36-A2 (PAT2): H+-Cotransporter für kleine neutrale Aminosäuren
  • SLC36-A1: Gehirn, Darm, Niere, Lunge, Leber, Milz

  • SLC36-A2: Lunge, Herz, Niere, Skelettmuskel

  • SLC38-A1 (SNAT1) SLC38-A2 (SNAT2) und SLC38-A4): Na+-Cotransporter für kleine Aminosäuren

  • SLC38-A3 (SNAT3), SLC38-A5 (SNAT5): Transporter für kleine Aminosäuren zusammen mit Na+ und im Austausch gegen H+

  • SLC38-A1: Gehirn, Retina, Herz

  • SLC38-A2: ubiquitär

  • SLC38-A4: Leber, Skelettmuskel, Niere

  • SLC38-A3: Gehirn, Retina Leber, Niere

  • SLC38-A5: Magen, Gehirn, Leber

Transporter für Nucleoside, Fettsäuren, Gallensäuren und Vitamine in Zellmembranen

Tab. 21.6
Bezeichnung, Substrate, Transportmechanismus Lokalisation durch Mutation bedingte Krankheiten
SLC10-A1 (NTCP), SLC10-A2 (ASBT): Na+-Cotransporter für Gallensäuren
  • SLC10-A1: Leber, Pankreas

  • SLC10-A2: Darm, Niere

SLC10-A2: primäre Gallensäuremalabsorption
  • SLC19-A1 (RFT): Antiporter für N5-Methyltetrahydrofolsäure bzw. Folsäure und OH

  • SLC19-A2 (ThTr1), SLC19-A3 (ThTr2): Thiamin-H+-Antiporter

SLC19-A1-3: in vielen Organen SLC19-A2: megaloblastische Anämie
SLC23-A1 (SVCT1),SLC23-A2 (SVCT2): Na+-L-Ascorbinsäure-Cotransporter
  • SLC23-A1: Niere, Darm, Leber, B-Lymphozyten

  • SLC23-A2: ubiquitär

SLC27-A1-6 (FATP1-6): Transporter für langkettige Fettsäuren mit ungeklärten Transportmechanismen
  • SLC27-A1: Fettgewebe, Skelettmuskel, Herz, Gehirn

  • SLC27-A2: Niere, Leber

  • SLC27-A3: ubiquitär

  • SLC27-A4: Darm, Gehirn

  • SLC27-A5: Leber

  • SLC27-A6: Herz

  • SLC28-A1 (CNT1): Na+-Cotransporter für Pyrimidinnucleoside und Adenosin

  • SLC28-A2 (CNT2): Na+-Cotransporter für Purinnucleoside und Uridin

  • SLC28-A3 (CNT3): Na+-Cotransporter für Pyrimidin- und Purinnucleoside

  • SLC28-A1: Leber, Niere, Dünndarm

  • SLC28-A2: Leber, Niere, Darm, Herz, Lunge, Knochenmark

  • SLC28-A3: ubiquitär

SLC29-A1 (ENT1), SLC29-A2 (ENT2): passive Transporter für Pyrimidine und Purine SLC29-A1, SLC29 -A2: in vielen Organen

Sekundär aktive und passive Transporter für anorganische Ionen in Zellmembranen

Tab. 21.7
Bezeichnung, Substrate, Transportmechanismus Lokalisation durch Mutation bedingte Krankheiten
SLC8-A1–3 (NCX1–3): Na+-Ca2+-Antiporter
  • SLC8-A1: ubiquitär

  • SLC8-A2, SLC8-A3: Gehirn und Skelettmuskel

SLC9-A1–8 (NHE1–8): Na+-H+-Antiporter
  • SLC9-A1, SLC9-A6–8: ubiquitär

  • SLC9-A2: Magen, Darm, Skelettmuskel

  • SLC9-A3: Magen, Darm, Niere

  • SLC9-A4: Magen

SLC9-A3: kongenitale, sekretorische Diarrhö, Hochdruck
SLC11-A1 (NRAMP1), SLC11-A2 (DMT1): H+-Cotransporter für Fe2+, Mn2+, Co2+, Cd2+
  • SLC11-A1: Phagolysosomen von Makrophagen, neutrophile Granulozyten

  • SLC11-A2: Darm, Niere, Lunge, Gehirn, Erythroblasten, Hoden

  • SLC11-A1: Abwehrschwäche

  • SLC11-A2: Hämochromatose

  • SLC12-A1 (NKCC1), SLC12-A2 (NKCC2,1): Na+-K+-2 Cl-Cotransporter

  • SLC12-A3 (NCC): Na+-Cl-Cotransporter

  • SLC12-A4 (KCC1), SLC12-A5 (KCC2), SLC12-A6 (KCC3), SLC12-A7 (KCC4): K+-Cl-Cotransporter

  • SLC12-A1: Niere

  • SLC12-A2: ubiquitär

  • SLC12-A3: Niere

  • SLC12-A4, SLC12-A5: Gehirn

  • SLC12-A6, SLC12-A7: ubiquitär

  • SLC12-A1: Bartter-Syndrom

  • SLC12-A3: Gitelman-Syndrom mit Salzverlust und Hypotonie

  • SLC12-A6: periphere Neuropathie und geistige Retardierung

  • SLC24-A1 (NCKX1), SLC24-A2 (NCKX2): Austauscher von 4 Na+ gegen Ca2+ und K+

  • SLC24-A3,4: Austauscher von Na+ gegen Ca2+ und K+

  • SLC24-A1: Stäbchen der Retina, Thrombozyten

  • SLC24-A2: Zapfen der Retina

  • SLC24-A3,4: Gehirn und Aorta

SLC39-A1,2,4 (ZIP1,2,4): nicht genauer charakterisierter Zn2+-Transporter
  • SLC39-A1: ubiquitär

  • SLC39-A2: Prostata

  • SLC39-A4: Darm, Magen, Niere

SLC39-A4 Acrodermatitis enteropathica
SLC40-A1 (IREG1): passiver Fe2+-Transporter Darm, Makrophagen der Milz, Kupffer-Zellen in der Leber Hämochromatose

Transporter für HCO3, PO42– und SO42– in der Zellmembran

Tab. 21.8
Bezeichnung, Substrate, Transportmechanismus Lokalisation durch Mutation bedingte Krankheiten
  • SLC4-A1 (AE1), SLC4-A2 (AE2), SLC4-A3 (AE3): Cl-HCO3-Austauscher

  • SLC4-A4 (NBCe1), SLC4-A5 (NBCe2), SLC4-A7 (NBCn1): Na+-HCO3-Cotransporter

  • SLC4-A1: Erythrozyten, Niere, Herz

  • SLC4-A2: ubiquitär

  • SLC4-A3: Gehirn, Retina, Herz

  • SLC4-A4: Niere, Auge, Gehirn

  • SLC4-A5: Leber, Milz, Hoden

  • SLC4-A7: ubiquitär

SLC4-A1: distal tubuläre renale Azidose, Sphärozytose SLC4-A4: proximal tubuläre renale Azidose SLC4-A7: Blindheit, Taubheit
  • SLC13-A1 (NaS1), SLC13-A4 (NaS2): Na+-Sulfat-Cotransporter

  • SLC13-A2 (NaC1), SLC13-A3 (NaC2): Na+-Dicarboxylat-Cotransporter

  • SLC13-A1: Niere, Darm

  • SLC13-A4: Hoden, Herz

  • SLC13-A2: Niere, Dünndarm

  • SLC13-A3: Niere, Leber, Pankreas, Gehirn

SLC17-A1 (NaPi-I): Na+-Phosphat-Cotransporter, Kanalaktivität für C–- Niere, Leber
SLC20-A1 (Pit-1), SLC20-A2 (Pit-2): Na+-Phosphat-Cotransporter in vielen Organen
  • SLC26-A1 (Sat-1), SLC26-A2 (DTDST): Sulfattransporter

  • SLC26-A3 (DRA): Austauscher von SO42– gegen Cl oder OH

  • SLC26-A4 (Pendrin): Transporter für Cl, I, OH und Formiat

  • SLC26-A6 (CFEX): Austauscher für Cl- und Formiat sowie Cl und Oxalat

  • SLC26-A1: Leber, Niere

  • SLC26-A2: ubiquitär

  • SLC26-A3: Darm, Pankreas, Prostata

  • SLC26-A4: Innenohr, Niere

  • SLC26-A6: ubiquitär

  • SLC26-A2: diastrophische Chondrodysplasie

  • SLC26-A3: kongenitale Diarrhö

  • SLC26-A4 Pendred-Syndrom mit Schilddrüsenunterfunktion

SLC34-A1 (NaPi-IIa), SLC34-A2 (NaPi-IIb), SLC34-A3 (NaPi-IIc): Na+-Phosphat-Cotransporter
  • SLC34-A:1 Niere, Osteoklasten, Neurone

  • SLC34-A2: Dünndarm, Lunge, Leber

  • SLC34-A3: Niere

SLC34-A1: Hypophosphatämie

Passive und sekundär aktive Arzneimitteltransporter

Tab. 21.9
Bezeichnung, Substrate, Transportmechanismus Lokalisation durch Mutation bedingte Krankheiten
SLC15-A1 (PEPT1), SLC15-A2 (PEPT2): H+-Cotransporter für Dipeptide, Tripeptide und viele Medikamente
  • SLC15-A1: Darm

  • SLC15-A2: Niere, Lunge, Gehirn

SLC21-A3 (OATP-A), SLC21-A6 (OATP-C), SLC21-A8 (OATP8), SLC21-A9 (OATP-B): organische Anionen, Medikamente, Gallensäuren
  • SLC21-A3: Gehirn, Niere, Leber, Auge

  • SLC21-A6: Leber

  • SLC21-A8: Leber

  • SLC21-A9: Leber, Plazenta, Auge

  • SLC22-A1 (OCT1), SLC22-A2 (OCT2), SLC22-A3 (OCT3), SLC22-A4 (OCTN1): passive Transporter für organische Kationen

  • SLC22-A5 (OCTN2): Na+-Carnitin-Cotransporter sowie Austauscher für organische Kationen

  • SLC22-A6 (OAT1), SLC22-A8 (OAT3): Austausch von organischen Anionen gegen -Ketoglutarat

  • SLC22-A7 (OAT2), SLC22-A11 (OAT4): passive Transporter für organische Anionen

  • SLC22-A12 (URAT1): Harnstoff-Cl-Austauscher

  • SLC22-A1: Leber, Lunge, Haut

  • SLC22-A2: Niere, Gehirn, Lunge

  • SLC22-A3: Niere, Leber, Gehirn, Lunge, Herz, glatte Muskulatur

  • SLC22-A4: Niere, Skelettmuskel, Herz, Plazenta

  • SLC22-A5: Skelettmuskel, Niere, Herz

  • SLC22-A6: Niere, Plazenta, Gehirn

  • SLC22-A8: Niere

  • SLC22-A7: Leber, Niere

  • SLC22-A11: Niere, Plazenta

  • SLC22-A12: Niere

  • SLC22-A5: primäre Carnitindefizienz

  • SLC22-A12: idiopathische renale Hypourikämie

MATE1: Antiporter von organischen Kationen und Protonen Niere, Leber, Darm

Kanäle und Transporter

H. Koepsell

  • 21.1

    Grundlagen des transmembranären Transports 598

  • 21.1.1

    Passive Permeabilität der Lipiddoppelmembran598

  • 21.1.2

    Elektrische Eigenschaften der Lipiddoppelmembran599

  • 21.1.3

    Poren, Kanäle, Transporter und Carrier601

  • 21.2

    Eigenschaften einzelner Kanäle und Poren 604

  • 21.2.1

    Spannungsabhängige Kationenkanäle604

  • 21.2.2

    Einwärts gleichrichtende Kaliumkanäle607

  • 21.2.3

    Amiloridhemmbare Natriumkanäle608

  • 21.2.4

    Ligandengesteuerte Kationenkanäle608

  • 21.2.5

    Kationenkanäle der TRP- und KCNK-Gruppen609

  • 21.2.6

    Chloridkanäle609

  • 21.2.7

    Gap-junction-Kanäle611

  • 21.2.8

    Aquaporine611

  • 21.2.9

    Porenbildung durch extrazelluläre Proteine613

  • 21.3

    Transporter 614

  • 21.3.1

    V-Typ- und P-Typ-ATPasen in Plasmamembranen615

  • 21.3.2

    ABC-Transporter617

  • 21.3.3

    Transporter für Monosaccharide und Lactat619

  • 21.3.4

    Transporter für Aminosäuren und Neurotransmitter621

  • 21.3.5

    Transporter für Nucleoside, Vitamine, Fettsäuren und Gallensäuren623

  • 21.3.6

    Transporter für Protonen und anorganische Ionen624

  • 21.3.7

    Transporter für Bicarbonat, Phosphat und Sulfat625

  • 21.3.8

    Passive und sekundär aktive Arzneimitteltransporter628

Praxisfall

Ein 3-jähriger Junge wird vom Hausarzt wegen Kurzatmigkeit in die Kinderklinik eingewiesen. Die Ultraschalluntersuchung des Herzens ergibt eine erweiterte linke Herzkammer mit vermindertem Auswurfvolumen. Die Laboruntersuchungen zeigen als auffälligsten Befund eine stark reduzierte Konzentration des für den Fettstoffwechsel wichtigen Moleküls Carnitin im Plasma. Da Carnitinmangel zur Zellverfettung führt, wird eine Muskelbiopsie vorgenommen. Die histologische Untersuchung zeigt eine Verfettung der Muskelzellen, die Diagnose lautet systemischer Carnitinmangel. Um herauszufinden, ob dieser Mangel auf einer Störung des Carnitintransporters in Nierenepithel-, Muskel- und Bindegewebszellen beruht, wird die Aufnahme von Carnitin in Bindegewebszellen aus einer Hautbiopsie gemessen. Dabei zeigt sich eine im Vergleich zur Norm um 80% verringerte Aufnahmegeschwindigkeit in die Zellen. Die Sequenzierung des Gens für den Carnitintransporter OCTN2 enthüllt die Ursache der Carnitinaufnahmestörung, die Mutation einer Aminosäure.

Aus der molekularen Diagnose ergeben sich für den Patienten zwei wichtige Vorteile: Erstens kann wegen der Restaktivität des mutierten Carnitintransporters bei einer Carnitinsubstitutionstherapie eine gute Krankheitsprognose gestellt werden. Zweitens kann man in Zukunft eine iatrogene Verschlimmerung der Krankheit vermeiden. Denn der Transporter OCTN2 wird durch viele Medikamente gehemmt, sodass mit den Eltern und dem Hausarzt vereinbart wird, dass medikamentöse Behandlungen nur noch nach Absprache mit dem Oberarzt der Klinik erfolgen sollen.

Zur Orientierung

Rasante Fortschritte in der Molekulargenetik und bei der elektrischen Analyse von Transportprozessen ermöglichten die Identifizierung, Klonierung, funktionelle Charakterisierung und Lokalisierung einer Vielzahl von Kanälen und Transportern in den Zellmembranen. Deren Durchlässigkeit beruht grundsätzlich auf passiver Permeabilität, elektrischen Eigenschaften und spezialisierten Poren, Kanälen, Transportern und Carriern. Viele seit langem bekannte Erbkrankheiten konnten auf Mutationen in Kanälen und Transportern zurückgeführt werden. Diese Kenntnisse eröffnen neue Möglichkeiten für die Diagnose und Therapie von Krankheiten. Sie ermöglichen die Entwicklung neuer, spezifisch und kausal wirkender Medikamente.

Ionenkanäle werden nach Struktur (in Proteinsuperfamilien) und Funktion (nach Ionenselektivität) klassifiziert und tragen u.a. zum Aufbau von elektrischen Gradienten bei. Der Wasserhaushalt der Zellen wird über Aquaporine geregelt.

Die zahlreichen Membrantransporter des Menschen lassen sich ca. 40 Proteinfamilien zuordnen. Nach der Sequenzierung des menschlichen Genoms hat man sie zu drei Gruppen zusammengefasst: ATP, ABC und SLC. Die Transporter sind hochspezialisiert auf ihre zu transportierenden Substrate wie z.B. Hormone, Aminosäuren, Neurotransmitter, Vitamine und viele andere.

Grundlagen des transmembranären Transports

Passive Permeabilität der Lipiddoppelmembran

Stoffe, die in Lipidmembranen gelöst sind bzw. klein genug sind, um sich zwischen den Phospholipiden zu verteilen, bewegen sich mittels Diffusion. Dabei handelt es sich um einen passiven Teilchentransport, der Konzentrationsdifferenzen folgt. Der Diffusionsfluss entsteht durch die ungeordnete Brown'sche Molekularbewegung der Teilchen und bewirkt immer den Ausgleich vorhandener Konzentrationsunterschiede.
Nach dem 1. Fick'schen Gesetz ist der Diffusionsfluss J durch eine Fläche (in mol s–1) proportional zur Durchtrittsfläche A (in cm2) und zur Konzentrationsänderung c (in mol L–1) pro Strecke x (in cm). Außerdem hängt der Diffusionsfluss von einer Stoffkonstante, dem Diffusionskoeffizienten D ab.
J=-DAδcδx1.FickschesGesetz
Das negative Vorzeichen gibt an, dass der Teilchenfluss in Richtung abnehmender Konzentrationen erfolgt. Statt des Diffusionsflusses J kann auch die Flussdichte durch die Membran (entspricht J/A, in mol cm–2 s–1) angegeben werden. Betrachtet man die Diffusion einer elektrisch neutralen Substanz S durch eine Membran, so ergibt sich für die Flussdichte:
ϕ=Pδc
Dabei sind c die Konzentrationsdifferenz von S über die Membran (in mol cm–3) und P der Permeabilitätskoeffizient der Membran für die Substanz S (in cm s–1). Den Permeabilitätskoeffizienten von Plasmamembranen kann man durch Aufnahmemessungen mit radioaktiven Substanzen bestimmen. Der passive Diffusionsfluss über die Plasmamembran ist im Gegensatz zu Transportvorgängen, die durch Transportproteine vermittelt werden, über einen weiten Bereich linear von c abhängig.
Die passive Permeabilität der Plasmamembran ist für viele physiologisch wichtige Stoffe mit hydrophilen Eigenschaften sehr gering. Beispiele hierfür sind Zucker, Aminosäuren sowie anorganische Ionen wie Na+, K+, Ca2+, Cl2–, SO42–. Der physikalische Grund der extrem geringen passiven Durchlässigkeit der Plasmamembran für diese Stoffe liegt in der Tatsache, dass sehr viel Energie benötigt wird, um hydrophile Substanzen aus einem wässrigen in ein hydrophobes Medium zu überführen. Der Durchtritt von hydrophilen Substanzen durch die Plasmamembran wird durch Kanäle, Poren und Transportproteine ermöglicht.
Lipidlösliche Moleküle können dagegen die Plasmamembran passiv durchdringen. Beispiele für derartige Moleküle sind Gase wie Sauerstoff (O2), Kohlendioxid (CO2), Stickoxid (NO), organische Lösungsmittel wie Ether (CH3CH2OCH2CH3) und Ethanol (CH3CH2OH), undissoziierte Säuren wie Essigsäure (CH3COOH) sowie Steroidhormone wie Corticosteron. Auch schwache Basen, die bei physiologischem pH-Wert geladen und ungeladen vorliegen, können die Plasmamembran in ihrer ungeladenen Form passiv durchdringen. Ammoniak und das Ammoniumion (NH3/NH4+) oder das Narkosemittel Lidocain gehören zu diesen Basen.
Betrachten wir das vereinfachte Konzentrationsprofil einer lipidlöslichen Substanz über die Plasmamembran (Abb. 21.1), so sehen wir, dass die Konzentration dieser Substanz an der Grenze von der wässrigen Außenphase (c'w) zur äußeren Schicht der Lipidphase (c'm) sprungartig ansteigt, innerhalb der Lipidmembran von der Außenseite zur Innenseite abfällt und an der Grenze von der inneren Schicht der Lipidphase (c''m) zur wässrigen Innenphase (c''w) abrupt abfällt. Man geht davon aus, dass sich an den Phasengrenzen sehr schnell Fließgleichgewichte einstellen.

Klinik

Bei Patienten mit Morbus Parkinson sind dopaminerge Neurone in der Substantia nigra geschädigt. Dies führt zu Bewegungsstörungen. Durch Erhöhung der Dopaminkonzentration im Gehirn können die Symptome reduziert werden. Da das hydrophile Dopamin die Blut-Hirn-Schranke nicht passieren kann, behandelt man die Patienten mit Levodopa, einer Vorstufe bei der Biosynthese des Dopamins. Levodopa wird durch einen Aminosäuretransporter über die Blut-Hirn-Schranke transportiert und im Gehirn zu Dopamin umgewandelt.

Elektrische Eigenschaften der Lipiddoppelmembran

Elektrischer Widerstand Die Plasmamembran besitzt einen hohen elektrischen Widerstand R (in Ohm, ), der mithilfe einer einfachen Versuchsanordnung gemessen werden kann (Abb. 21.2). Der Membranwiderstand pro Fläche Rm (in cm–2) liegt bei verschiedenen Zellen zwischen 1 und 104 cm–2. Reine Phospholipiddoppelschichten besitzen dagegen Rm-Werte um 108 cm–2. Daraus ergibt sich, dass reine Lipidbezirke nur unwesentlich zur elektrischen Leitfähigkeit S (S 1/R) von Plasmamembranen beitragen. Die Leitfähigkeit der Plasmamembran wird hauptsächlich durch Kanäle hervorgerufen.
Kapazität Die Plasmamembran hat Eigenschaften eines Plattenkondensators, der bei Anlegen einer Spannung mit Elektronen aufgeladen wird und diese wieder abgeben kann. Wie ein Plattenkondensator besteht die Plasmamembran aus einer elektrisch schlecht leitenden inneren Schicht zwischen zwei gut leitenden äußeren Schichten. Das hydrophobe Membraninnere ist nämlich auf beiden Seiten von hydrophilen Kopfgruppen und Wasser umgeben. Wenn man bei der in Abb. 21.2 gezeigten Versuchsanordnung den Stromfluss direkt nach Anlegen einer Spannung registriert, so beobachtet man, dass die Plasmamembran wie ein Kondensator durch einen initialen Strom aufgeladen wird. Beim Abschalten der Spannung U (in Volt) fließt ein Entladungsstrom in die Gegenrichtung. Durch Integration des Aufladungs- oder Entladungsstroms erhält man die geflossene Ladung Q (in Coulomb), die der Zahl der geflossenen Elektronen entspricht (1 Coulomb entspricht 6,3 1018 Elektronen). Daraus kann man die Kapazität der Plasmamembran Cm (in Farad) nach der Formel Cm Q U–1 bestimmen. Messungen mit verschiedenen Zelltypen ergeben übereinstimmend eine Membrankapazität von etwa 1 Farad cm–2. Myelinisierte Zellen haben allerdings eine niedrigere Membrankapazität.
Entstehung des Membranpotenzials Aktive Transporter bewirken, dass in Zellen andere Konzentrationen an Ionen vorliegen als im Extrazellularraum. Die (Na+-K+-)ATPase transportiert z.B. Natriumionen aus Zellen heraus und Kaliumionen in Zellen hinein. Durch die ungleichen Ionenverteilungen auf beiden Seiten der Plasmamembranen wird die Entstehung eines elektrischen Potenzials über die Membran ermöglicht. Da Plasmamembranen ionenspezifische Kanalproteine enthalten, verhalten sie sich wie ionenselektive Membranen. Abb. 21.3 zeigt eine kationenselektive Modellmembran, die für K+, aber nicht für Cl durchlässig ist und KCl-Lösungen mit den Konzentrationen c'' (innen) und c' (außen) voneinander trennt. Mithilfe zweier Elektroden misst man die über der Membran liegende elektrische Potenzialdifferenz (E), die auch als Membranpotenzial bezeichnet wird. Diese Potenzialdifferenz entsteht dadurch, dass K+-Ionen aufgrund ihres chemischen Gradienten von der c''-Seite auf die c'-Seite diffundieren und die Membran dabei aufladen. Das behindert den weiteren Übertritt von K+-Ionen. Bei einem bestimmten Kaliumfluss und elektrischer Ladung stellt sich ein Gleichgewichtszustand ein. Das Membranpotenzial entspricht der Differenz der elektrischen gegen Erde gemessenen Potenziale der Lösungen auf beiden Seiten der Membran ' und '' (E ' – '').
Das Beispiel in Abb. 21.3 zeigt, dass Gleichgewichte von Ionen im Gegensatz zu ungeladenen Stoffen nicht allein über die Wirkung ihrer chemischen Konzentrationsunterschiede oder – wie man physikalisch exakt sagt – nicht allein durch ihre chemischen Potenziale (c) beschrieben werden können. Das chemische Potenzial einer Substanz i (c) ist der Quotient aus freier Enthalpie (G) und Molzahl (n) und bildet die Fähigkeit der Substanz ab, chemische Reaktionen einzugehen oder Arbeit zu leisten. Zur Beschreibung von Ionengleichgewichten wurde der Begriff des elektrochemischen Potenzials (e) eingeführt. Unter dem elektrochemischen Potenzial eines Ions versteht man die Summe aus dem chemischen Potenzial c und der elektrostatischen Energie von 1 mol Ionen. Es gilt:
μe=μc+zFφ
wobei z die Ladung des Ions, F die Faraday-Konstante (F 96.500 Coulomb mol–1) und das elektrische Potenzial in der entsprechenden Phase sind. Für den in Abb. 21.3 dargestellten Gleichgewichtszustand gilt die Nernst-Gleichung
E=RTZFIncc
Dabei sind R die allgemeine Gaskonstante (8,3 J K–1 mol–1), T die absolute Temperatur und c die Konzentrationen des Ions auf '- oder ''-Seite.

Schon gewusst

Ableitung der Nernst-Gleichung. Der Gleichgewichtszustand in Abb. 21.3 kann wie folgt beschrieben werden:

μe=μe

oder

μc+zFφ=μc+zFφ

Das chemische Potenzial besteht aus einer Komponente c0 bei 0 Kelvin und einer temperaturabhängigen Komponente. Die temperaturabhängige Komponente ist als RT ln c definiert. Für 'e ''e erhalten wir:

μco+RTInc+zFφ=μco+RTInc+zFφ

wobei gilt

μco=μco

Für das Membranpotenzial E ' – '' erhalten wir nach einer Umformung der letzten Gleichung die Nernst-Gleichung.

E=RTzFIncc

Die Nernst-Gleichung beschreibt das Membran- oder Nernst-Potenzial E (in Volt, V) im Gleichgewichtszustand, was bedeutet, dass der Nettofluss gleich 0 ist, obwohl ständig Ionen fließen. Diese Gleichung gilt dann, wenn die Membran nur für ein Ion permeabel ist oder die Permeabilität eines Ions deutlich überwiegt. Für einwertige Kationen bei 37 C kann man die Gleichung weiter vereinfachen:
E=0,061logCaußenCinnen[V]
Für Säugetierzellen lassen sich aufgrund der intra- und extrazellulären Ionenkonzentrationen für K+ (140 mmol L–1 /4 mmol L–1), Na+ (12 mmol L–1/145 mmol L–1) und für Cl (4 mmol L–1/115 mmol L–1) folgende Nernst-Potenziale berechnen: –94 mV für K+, +66 mV für Na+ und –89 mV für Cl. Um komplexe Zellfunktionen wie die Nervenerregung zu verstehen, müssen die Permeabilitätsänderungen aller Ionen berücksichtigt werden.
Das Nernst-Potenzial beschreibt den Zustand an einer Membran in Ruhe. Dieses Ruhemembranpotenzial kann durch Veränderungen der Ionenkonzentrationen beeinflusst werden, z.B. durch das Öffnen von Kanälen oder die Aktivierung von Transportern. Erhöht sich dadurch das negative Potenzial, so spricht man von Hyperpolarisation, nimmt es ab, von Depolarisation. Kehrt das Potenzial nach einer Veränderung in den Ruhezustand zurück, nennt man den Vorgang Repolarisation.

MERKE

Die Plasmamembran besitzt einen hohen elektrischen Widerstand und verhält sich wie ein Kondensator. Ionen verteilen sich auf beiden Seiten der Plasmamembran entsprechend ihrem elektrochemischen Gradienten. Die Nernst-Gleichung beschreibt das Membranpotenzial in Abhängigkeit von der Ionenverteilung.

Poren, Kanäle, Transporter und Carrier

Hydrophile Moleküle passieren die Plasmamembranen in der Regel mithilfe von Transmembranproteinen, welche die Membran durchspannen und hydrophile Transportwege bilden. Zu diesen Transmembranproteinen gehören Poren, Ionenkanäle und Transporter. Die hydrophilen Transportwege befinden sich meist zwischen transmembranären -Helices, können aber auch zwischen den transmembranären -Faltblättern liegen. Bei Poren und Ionenkanälen können diese Transportwege gleichzeitig nach beiden Seiten geöffnet sein und dann sehr viele Moleküle pro Zeiteinheit durchlassen. Carrier sind hydrophobe Komplexbildner wie das Antibiotikum Valinomycin, die Ionen wie Fähren über die Plasmamembran befördern können (Abb. 21.4).
Bei den Poren in der Plasmamembran unterscheidet man zwischen Aquaporinen, die nur Wasser durchlassen, Perforinen, die einen sehr großen inneren Durchmesser aufweisen, sowie den Poren des Komplementkomplexes. Diese drei Porentypen sind immer geöffnet (Abb. 21.4a).
Ionenkanäle sind dagegen häufig geschlossen. Ihre Öffnung wird durch unterschiedliche Reize ausgelöst, wie Änderungen des Membranpotenzials, des Drucks, der Temperatur oder der Bindung von Liganden. Außerdem durchlaufen Ionenkanäle oft eine festgelegte Folge von strukturellen Änderungen. So gehen viele spannungsgesteuerte Kanäle kurze Zeit nach ihrer Öffnung automatisch in einen inaktiven, nicht erregbaren Zustand über, der sich dann langsam wieder in einen erregbaren Zustand umwandelt (Abb. 21.4b). Die Öffnungszeiten von Ionenkanälen liegen im Allgemeinen im Millisekundenbereich. Aquaporine und Ionenkanäle besitzen Engstellen im Transportweg, sog. Selektionsfilter, wodurch sich die Spezifität für die durchzulassenden Stoffe definiert. Die Selektivität von Ionenkanälen kann zusätzlich durch Bindungsstellen für ihre Liganden oder für Hemmstoffe beeinflusst werden. Der Aufbau des Selektionsfilters eines Kaliumkanals, der Aktivierungsmechanismus eines spannungsabhängigen Kanals und der Inaktivierungsmechanismus eines Kanals sind in Kap. 29.3.2 beschrieben (Abb. 29.3–29.5Abb. 29.3Abb. 29.4Abb. 29.4).
Membrantransporter besitzen substratspezifische Bindungsstellen, die abwechselnd von der einen oder anderen Seite der Membran her zugänglich sind (Abb. 21.4c). Um ein Substratmolekül durch eine Membran zu schleusen, muss der Transporter Konformationsänderungen durchmachen. Erst dann kann sich die Substratbindungsstelle mit einem von außen gebundenen Substrat nach innen wenden und so das Substrat in die Zelle entlassen. Die Affinität einer Bindungsstelle für ihr Substrat wird durch die Dissoziationskonstante Kdiss (in mol L–1) angegeben, die der Substratkonzentration entspricht, bei der 50% der Bindungsstellen belegt sind. Die Affinität ist umso größer, je kleiner Kdiss ist. Bei Transportern wird die intrazelluläre Dissoziation der Substrate häufig dadurch beschleunigt, dass die Dissoziationskonstante höher ist, wenn die Substratbindungsstelle nach innen gerichtet ist. Nach intrazellulärer Substratabgabe muss die nach innen gerichtete Bindungsstelle für den Einwärtstransport des nächsten Substratmoleküls durch eine zweite Konformationsänderung wieder von außen zugänglich gemacht werden (Abb. 21.4c).
Carrier sind hydrophobe Moleküle, die in der Lipidphase der Plasmamembran frei beweglich sind und hydrophile Ionen komplexieren können (Abb. 21.4d). Das Antibiotikum Valinomycin und der mitochondriale Entkoppler Dinitrophenol sind derartige Carrier. Valinomycin besteht aus zwölf Aminosäuren. Es komplexiert Kaliumionen in einem schrittweisen Prozess, bei dem Wassermoleküle der Hydrathülle nach und nach durch die Carbonylsauerstoffatome von sechs Valinresten ersetzt werden. Die Aktivierungsenergien für die Bindung bzw. Freisetzung von Kalium sind gering, da stets neue Bindungen entstehen, wenn alte gelöst werden. Abb. 21.5 zeigt ein Modell von der Struktur des Valinomycin-Kalium-Komplexes.

Blick ins Labor

Funktionelle Charakterisierung von IonenkanälenDie Eigenschaften von Ionenkanälen können durch elektrische Messungen charakterisiert werden. Man misst dabei an Zellen, in denen die entsprechenden Kanäle überexprimiert wurden. Die Anwendung der sog. Spannungsklemm-Technik ermöglicht die Messung von Ionenströmen bei definierten Membranpotenzialen. Dadurch können die Ionenselektivität der Kanäle bestimmt und ihr Öffnungsverhalten (Gating) dargestellt werden. Eine bahnbrechende Methode zur Charakterisierung von Kanälen ist die von Neher und Sakmann entwickelte Saugelektroden-Messtechnik oder Patch-clamp-Technik. Dabei isoliert man ein kleines Membranareal durch Aufsetzen und Ansaugen einer blank polierten Glaskapillare elektrisch von der Umgebung. So können die Eigenschaften von einzelnen Ionenkanälen bestimmt werden, z.B. die Leitfähigkeit eines einzelnen Kanals bei einem bestimmten elektrochemischen Gradienten, das Umkehrpotenzial des Kanals in Gegenwart definierter Ionen sowie die Offenwahrscheinlichkeit des Kanals unter definierten Bedingungen (Abb. 21.6).

Unterschiede zwischen Ionenkanälen und Transportern
Es gibt drei prinzipielle Kriterien, die zur Unterscheidung herangezogen werden:
  • Im Gegensatz zu Transportern können Ionenkanäle viele Moleküle nacheinander durchlassen, ohne dass sie ihre Tertiärstruktur ändern. Da Strukturänderungen eine gewisse Zeit in Anspruch nehmen, können durch ein Transportermolekül viel weniger Moleküle pro Zeiteinheit befördert werden als durch ein Kanalmolekül. Die Zahl der von einem Transporter- bzw. Kanalmolekül pro Sekunde beförderten Substratmoleküle wird in Analogie zu Enzymreaktionen als Wechselzahl bezeichnet. Während die Wechselzahlen für Transporter in der Regel zwischen 10 und 100 s–1 liegen, gelangen durch einen offenen Natriumkanal bei Nervenzellen in 1 s etwa 107 Na+-Ionen in die Zelle. Die Wechselzahl gibt einen Hinweis, ob es sich um einen Transporter oder einen Kanal handelt, stellt aber kein prinzipielles Unterscheidungsmerkmal dar. Es gibt nämlich Kanäle, die nur selten geöffnet sind und deshalb nur einen geringen Durchfluss von Ionen ermöglichen.

  • Im Gegensatz zu Kanälen kann der durch Transporter vermittelte Stofftransport an enzymatische Reaktionen oder den Transport eines zweiten Substrats gekoppelt sein. Transporter sind deshalb in der Lage, Substrate gegen ihren Konzentrationsgradienten zu transportieren.

  • Manche Transporter können größere organische, strukturell sehr ähnliche Moleküle unterscheiden. Dies können Kanäle nicht, sie sind nur für Ionen oder allenfalls für sehr kleine organische Moleküle spezifisch.

Kinetische Beschreibung der Transporterfunktion
Der durch Transporter vermittelte Stofftransport kann mithilfe der von Michaelis und Menten für Enzymreaktionen abgeleiteten Gleichung (Kap. 3) beschrieben werden:
v=[S]Vmax[S]+Km
Dabei sind v die Geschwindigkeit der Enzymreaktion oder des Transports über die Membran (Moleküle pro Sekunde), Vmax die maximale Geschwindigkeit der Reaktion oder des Transports, [S] die Substratkonzentration (in mol L–1) und Km die Michaelis-Menten-Konstante (in mol L–1). Diese Gleichung beschreibt die Substratabhängigkeit von Reaktionen, die das Phänomen der Substratsättigung zeigen. Bei der Ableitung der Gleichung für Enzymreaktionen wurde eine Reihe vereinfachender Annahmen gemacht. So wurde z.B. angenommen, dass es nur ein reaktives Zentrum gibt, das schnell und reversibel das Substrat bindet. Außerdem hat man vorausgesetzt, dass die Bildung des Reaktionsprodukts geschwindigkeitsbestimmend und praktisch irreversibel ist. Obwohl durch Transporter vermittelte Prozesse komplexeren Gesetzen gehorchen und prinzipiell reversibel sind, lässt sich die Michaelis-Menten-Gleichung häufig recht gut an Transportmessungen anpassen. Die Sättigung der Transportgeschwindigkeit bei hohen Substratkonzentrationen ist nämlich eine typische Transportereigenschaft. Da jedoch manchmal auch bei Kanälen Sättigungsphänomene beobachtet werden, ist die Substratsättigung kein prinzipielles Unterscheidungsmerkmal zwischen Kanälen und Transportern.

Schon gewusst

Als starkes Indiz für das Vorliegen eines Transporters gilt die Demonstration der Transstimulation. Dabei zeigt man, dass der Transport eines radioaktiv markierten Substrats durch Zusatz des gleichen, aber nicht markierten Substrats auf der Gegenseite stimuliert wird. Ein solches Ergebnis ist bei Kanälen nicht zu erwarten. Bei Transportern beobachtet man Transstimulation, weil die Aus- bzw. Einwärtsbewegung der Substratbindungsstelle (Abb. 21.4c) in der Regel schneller erfolgt, wenn die Substratbindungsstelle beladen ist.

MERKE

Kanäle und Transporter ermöglichen hydrophilen Molekülen den Durchtritt durch die Plasmamembran. Kanäle bilden Durchtrittsstellen für Ionen, die wenige Millisekunden lang geöffnet sind und mehr als 106 Ionen pro Sekunde durchlassen können. Transporter ermöglichen eine 10.000- bis 100.000fach langsamere Passage von Ionen und organischen Molekülen und können organische Moleküle sehr ähnlicher Struktur voneinander unterscheiden. Sie binden ihr Substrat auf der einen Membranseite, machen eine Konformationsänderung durch und geben das Substrat auf der anderen Membranseite ab. Einige Transporter können ihr Substrat unter Verbrauch von Stoffwechselenergie gegen Gradienten befördern.

Eigenschaften einzelner Kanäle und Poren

Die Ionenkanäle werden entsprechend ihrer Funktion und Struktur klassifiziert (Tab. 21.1). Die Einteilung nach funktionellen Kriterien erleichtert den Überblick über ihre physiologische Funktion, während die Einteilung nach strukturellen Ähnlichkeiten die Grundlage zum Verständnis ihres molekularen Mechanismus bildet. Da Kanäle mit ähnlicher Struktur fundamentale funktionelle Unterschiede aufweisen können, ergeben beide Einteilungen unterschiedliche Gruppierungen.
Funktionell werden Ionenkanäle entsprechend ihrer Ionenselektivität in Natriumkanäle, Kaliumkanäle, Calciumkanäle, Chloridkanäle, nichtselektive Kationenkanäle und nichtselektive Anionenkanäle unterteilt. Außerdem klassifiziert man Ionenkanäle nach der Art ihrer Aktivierung in spannungsaktivierte, ligandenaktivierte, dehnungsaktivierte und temperaturaktivierte Kanäle.
Zur strukturellen Klassifizierung verwenden wir die Einteilung in Proteinsuperfamilien mit Kanälen geringer Gesamtähnlichkeit, aber identischen Strukturmotiven und in Proteinfamilien mit Kanälen sehr ähnlicher Struktur (Tab. 21.1). Nach Klonierung des gesamten menschlichen Genoms wurde eine neue systematische Nomenklatur erstellt, in der die meisten Proteine in Gruppen und Familien eingeteilt wurden. Die Einteilung in Gruppen erfolgte leider nur teilweise nach strukturellen Ähnlichkeiten, sodass einzelne Gruppen Proteine aus unterschiedlichen Proteinsuperfamilien enthalten.
Bei den Poren unterscheidet man zwischen großen Poren, die der Eliminierung von Zellen (Perforinporen) und der Abwehr von Bakterien (Poren des Komplementsystems) dienen, und kleinen Wasserporen (Aquaporine), die Wasser, aber keine Ionen durchlassen. Diese Poren sind immer geöffnet.
Gap-junction-Kanäle nehmen eine Sonderstellung ein. Sie verbinden zwei Zellen miteinander, verfügen über Gating-Mechanismen und sind im geöffneten Zustand wenig selektiv.

MERKE

Ionenkanäle werden entsprechend ihrer Struktur und Funktion eingeteilt, Poren entsprechend ihrem Lumen in kleine (Aquaporine) und große Poren (Perforine, Poren des Komplementkomplexes).

Spannungsabhängige Kationenkanäle

Die spannungsgesteuerten Natriumkanäle, die meisten spannungsgesteuerten Calciumkanäle und ein Teil der spannungsgesteuerten Kaliumkanäle gehören zur VIC-Superfamilie (VIC voltage-gated ion channels) und wurden in der Gruppe SCN eingeordnet. Diese Kanäle sind alle nach dem gleichen molekularen Grundbauplan aufgebaut. Sie enthalten sich wiederholende Proteinbereiche mit sechs Transmembranhelices und einer extrazellulären Schleife zwischen der fünften und sechsten Transmembrandomäne (Abb. 21.7a, b). Durch Zusammenlagerung von vier solchen Proteinbereichen entsteht zwischen den fünften und sechsten Transmembranhelices die Kanalpore (Abb. 21.7c). Die extrazellulären Schleifen zwischen den fünften und sechsten Helices reichen in die Kanalpore hinein und bestimmen den Durchmesser der Pore an der engsten Stelle. Zusammen mit der Ladung der Aminosäurereste in diesem Bereich erlaubt das nur den Durchtritt von Ionen passender Größe und Ladungsdichte. Dieser Teil eines Ionenkanals wird als Selektionsfilter bezeichnet. Die vierten Transmembranhelices enthalten positiv geladene Aminosäurereste und bilden den Sensor für die Spannungsempfindlichkeit des Ionenkanals (Abb. 21.7a, b).
Spannungsgesteuerte Natriumkanäle
Die spannungsgesteuerten Natriumkanäle der VIC-Superfamilie gehören zur SCN-Familie (SCN sodium channel) und sind für die Aktionspotenziale an Neuronen und Muskelzellen verantwortlich. Sie bestehen aus einer -Untereinheit mit der in Abb. 21.7a gezeigten Struktur und einer oder zwei kleineren -Untereinheiten, die nur einmal durch die Membran reichen. Die -Untereinheiten beteiligen sich nicht an der Pore, sondern modulieren die Aktivität des Kanals. Die Natriumkanäle der SCN-Familie werden durch Tetrodotoxin blockiert, ein Gift des Kugelfischs Fugu.
In Ruhe liegen die Kanäle der SCN-Familie in einem geschlossenen, aktivierbaren Zustand vor. Bei Depolarisation der Plasmamembran kommt es zu einer Konformationsänderung im Bereich der Pore, die durch eine Verlagerung und Drehung des Spannungssensors (der vierten Transmembrandomäne) nach außen induziert wird. Dadurch öffnen sich diese für Natrium selektiven Kanäle (offener Zustand). Anschließend gehen sie automatisch in einen geschlossenen Zustand über, der eine kurze Zeit lang nicht aktivierbar ist (Refraktärphase). Die zytoplasmatische Schleife zwischen den Proteinbereichen III und IV (Abb. 21.7a) ist bei den spannungsgesteuerten Natriumkanälen für die Inaktivierung des Kanals verantwortlich. Sie verstopft quasi den Kanal von innen. Nach der Refraktärphase gehen die Kanäle wieder in den geschlossenen, aktivierbaren Zustand über. Mutationen von Natriumkanälen der SCN-Familie können eine erschwerte Aktivierung der Kanäle, eine veränderte Leitfähigkeit oder eine verlangsamte Inaktivierung bedingen (Tab. 21.1).
Spannungsgesteuerte Calciumkanäle
Die spannungsgesteuerten Calciumkanäle der VIC-Superfamilie gehören zur CACN-Familie (CACN calcium channels). Diese Kanäle vermitteln die Muskelkontraktion und steuern die Schlagfrequenz des Herzens, die Transmitterfreisetzung in Nerven und die Sekretion von Hormonen. Ähnlich wie die spannungsgesteuerten Natriumkanäle besitzen sie eine -Untereinheit, welche die Kanalpore bildet. Zusätzlich enthalten sie bis zu vier weitere Untereinheiten, bei denen es sich um integrale Membranproteine oder intra- bzw. extrazellulär angelagerte Proteine handelt. Für die einzelnen Untereinheiten gibt es gewebsspezifische Subtypen.
Die spannungsgesteuerten Calciumkanäle werden je nach Subtyp schon durch eine geringe Depolarisierung der Plasmamembran (T-Typ) oder erst durch starke Membrandepolarisierungen (z.B. die Typen L, N, P und Q) geöffnet. Danach schließen sich die Kanäle automatisch. Sie werden durch eine Vielzahl intrazellulärer Modulatoren reguliert. Dazu gehören intrazelluläres Calcium, GTP-Bindungsproteine und Protein-Kinasen. Die Erhöhung der Schlagfrequenz und der Kontraktionskraft des Herzens durch Adrenalin erfolgt z.B. über eine Stimulation von -Rezeptoren. Dadurch werden der zytosolische cAMP-Spiegel erhöht, Protein-Kinase A aktiviert und die Calciumkanäle phosphoryliert. Durch die Phosphorylierung wird die Wahrscheinlichkeit offener spannungsabhängiger Calciumkanäle erhöht und werden die einwärtsgerichteten Calciumströme verstärkt. Die dadurch bedingte Depolarisation der Plasmamembran führt im Reizleitungssystem (T-Typ-Calciumkanal) zu einer erhöhten Schlagfrequenz, während die Erhöhung der intrazellulären Calciumkonzentration in der Arbeitsmuskulatur (L-Typ-Calciumkanal) zu einer vermehrten Ausschüttung von Calcium aus intrazellulären Speichern führt, wodurch die Kontraktionskraft gesteigert wird.
Spannungsgesteuerte Kaliumkanäle
Die spannungsabhängigen Kaliumkanäle von Säugetierzellen gehören zur großen KCN-Gruppe. Man unterscheidet zwei Untergruppen mit unterschiedlicher Struktur. Die erste Untergruppe (KCNA-F, -H, -Q) gehört zur VIC-Superfamilie. Sie enthält Kaliumkanäle, die ausschließlich über das Membranpotenzial, sowie Kaliumkanäle, die über das Membranpotenzial und Calcium gesteuert werden. Die Mitglieder dieser Gruppe bestehen aus Tetrameren des in Abb. 21.7b dargestellten Strukturmotivs. Die zweite, strukturell nicht verwandte Untergruppe von spannungsabhängigen Kaliumkanälen besitzt Untereinheiten mit zwei Transmembrandomänen. Diese Kanäle gehören zur unten beschriebenen Familie KCNJ (früher Kir-Familie), die hauptsächlich spannungsunabhängige, einwärts gleichrichtende Kanäle enthält.
Im Unterschied zu anderen Kaliumkanälen sind viele spannungsgesteuerte Kaliumkanäle der VIC-Superfamilie im Bereich des Ruhepotenzials geschlossen. Wenn die Zellmembran aber nach Auslösung eines Aktionspotenzials depolarisiert wird, öffnen sie sich und beschleunigen über den vermehrten Kaliumausstrom die Repolarisation der Plasmamembran. Durch die Steuerung der Repolarisation beeinflussen spannungsgesteuerte Kaliumkanäle die Erregungsübertragung an Synapsen der Skelett- und Herzmuskulatur. Auch die Sekretion von Drüsenzellen wird durch derartige Kanäle reguliert.

Klinik

Die Repolarisation des erregten Herzmuskels wird durch Schließen des spannungsabhängigen Na+-Kanals (SCN-5A) eingeleitet und durch Öffnung des spannungsabhängigen K+-Kanals KCNQ-1 fortgesetzt. Mutationen in SCN-5A, die zu einem verlangsamten Schließen des entsprechenden Kanals führen, und Mutationen, die KCNQ-1 inaktivieren, führen zu einer Verlängerung der QT-Zeit im Elektrokardiogramm (Long-QT-Syndrom). Dies kann zu einer tachykarden Arrhythmie führen und unter Umständen einen Sekundenherztod zur Folge haben. Ausgelöst werden diese lebensgefährlichen Symptome häufig durch Anstrengungen oder Aufregung. Da der KCNQ-1-Kanal auch im Innenohr exprimiert ist, kommt es bei Defektmutationen in diesem Kanal außerdem zum Zusammenbruch des endokochleären Potenzials und zur Innenohrschwerhörigkeit.

Nucleotidgesteuerte Kationenkanäle
Die als CNG (cyclic nucleotide-gated) und HCN (hyperpolarization-activated cyclic nucleotide-gated) bezeichneten Kanäle der KCNG-Familie enthalten Ionenkanäle, die zur VIC-Superfamilie gehören und aus Tetrameren mit je sechs Transmembrandomänen bestehen. An den intrazellulären C-Termini der Untereinheiten befinden sich Bindungsstellen für cGMP oder cAMP, welche die Öffnung dieser Kanäle steuern.
Die CNG-Kanäle sind für Na+, K+ und Ca2+ durchgängig. Stäbchen der Netzhaut enthalten einen cGMP-abhängigen CNG-Kanal (CNGA1), der im Dunkeln mit cGMP besetzt und geöffnet ist. Bei Photoaktivierung wird cGMP durch eine über Rhodopsin und Transducin aktivierte Phosphodiesterase gespalten. Dies führt zum Verschluss des durch cGMP aktivierbaren Kanals.
HCN-Kanäle wurden in Schrittmacherzellen des Herzens gefunden. Sie öffnen sich bei Hyperpolarisation und sind an der Erzeugung des Herzrhythmus beteiligt.

MERKE

Alle spannungsabhängigen Kationenkanäle der VIC-Superfamilie haben den gleichen Aufbau aus vier Proteinbereichen, zwischen denen sich die Kanalpore befindet. Die spannungsabhängigen Na+-Kanäle der VIC-Superfamilie erzeugen durch Öffnung Aktionspotenziale an Neuronen und Muskelzellen. Spannungsabhängige Calciumkanäle der VIC-Superfamilie vermitteln die Muskelkontraktion und steuern die Schlagfrequenz des Herzens. Sie werden durch Protein-Kinasen reguliert. Spannungsabhängige Kaliumkanäle der VIC-Superfamilie steuern die Repolarisation in der Skelett- und Herzmuskulatur. Nucleotidgesteuerte Kaliumkanäle der VIC-Superfamilie sind an der Erzeugung des Herzrhythmus und am Sehen beteiligt.

Einwärts gleichrichtende Kaliumkanäle

Diese Kaliumkanäle gehören zur KCNJ-Familie, die auch Kir-Familie genannt wird. Die Kaliumkanäle dieser Familie setzen sich aus Tetrameren zusammen, die aus vier Untereinheiten mit zwei Transmembrandomänen und einer verbindenden Schleife bestehen. Einige von ihnen assoziieren mit integralen Membranproteinen, die Steuerungsfunktionen haben. Die meisten Kanäle aus dieser Familie ermöglichen bevorzugt den Einstrom von Kalium in Zellen. Daher rührt der Familienname Kir (K+ inward rectifiers). Der Kaliumausstrom wird oft durch das intrazelluläre Polykation Spermin blockiert, das die Kanäle bei niedrigen Membranpotenzialen von innen blockiert. Die Kanäle der Kir-Familie stabilisieren auf diese Weise das Membranpotenzial nach Depolarisierung und beteiligen sich an der Aufnahme von Kalium in Zellen. Sie werden durch Änderungen des intrazellulären pH-Werts oder durch Nucleotide reguliert.
Ein ATP-abhängiger Kir-Kanal (KCNJ-11 oder Kir6.2), der in den -Zellen des Pankreas vorkommt, ist mit einem integralen Membranprotein assoziiert, das zur Superfamilie der ABC-Transporter gehört (Abb. 21.8). Dieses Protein besitzt eine Bindungsstelle für Sulfonylharnstoffe und wird deshalb SUR (sulfonyl urea receptor) genannt. Der ATP-abhängige Kir6.2-Kanal in den -Zellen des Pankreas hat eine Schlüsselfunktion bei der Regulation der Insulinsekretion (Abb. 21.9, Kap. 24). Wenn die D-Glucose-Konzentration im Blut ansteigt, kommt es zu einer vermehrten Glucoseaufnahme in die -Zellen durch den GLUT2-Transporter und durch einen vermehrten Glucoseabbau zu einem Anstieg der ATP-Konzentration. ATP bindet an eine zytoplasmatische Nucleotidbindungsstelle der Kaliumkanäle und verringert deren Leitfähigkeit. Dies hat die Depolarisierung der Plasmamembran zur Folge und bewirkt die Öffnung spannungsgesteuerter Calciumkanäle. Dadurch erhöht sich die intrazelluläre Calciumkonzentration, was dann zur Fusion von Insulin enthaltenden Vesikeln mit der Plasmamembran führt. Blutzuckersenkende Sulfonylharnstoffe hemmen den Kir6.2-Kanal über SUR und erhöhen dadurch die Insulinsekretion (Abb. 21.9).

MERKE

Ein ATP-abhängiger Kir-Kanal in -Zellen des Pankreas reguliert die glucoseabhängige Insulinsekretion.

Amiloridhemmbare Natriumkanäle

In Epithelien werden amiloridhemmbare Natriumkanäle exprimiert, die zur Proteinfamilie SCNN gehören und als ENaC-Kanäle (epithelial Na+ channels) bezeichnet werden. Diese Kanäle werden durch submikromolare Konzentrationen des Diuretikums Amilorid gehemmt. Sie bestehen aus drei Untereinheiten mit jeweils zwei Transmembranhelices und einer großen extrazellulären Schleife, welche die Amiloridbindungsstelle enthält. ENaC-Kanäle in der Niere sind für die Feinregulierung der Natriumrückresorption wichtig, die in den Hauptzellen der Überleitungsstücke und kortikalen Sammelrohre stattfindet (Abb. 21.10).
Expression und Offenwahrscheinlichkeit von ENaC werden durch das Nebennierenrindenhormon Aldosteron erhöht. Natrium gelangt durch den luminalen ENaC-Kanal in die Hauptzelle und wird durch die Na+-K+-ATPase in der basolateralen Membran in das Interstitium befördert. Das durch die Na+-K+- ATPase in der Zelle angereicherte Kalium rezirkuliert über basale Kaliumkanäle oder gelangt über einen luminalen Kaliumkanal in das Tubuluslumen. Die Natriumresorption bewirkt über Wasserkanäle eine transzelluläre Resorption von Wasser. Damit beeinflussen die luminalen ENaC-Kanäle das extrazelluläre Flüssigkeits- und Blutvolumen sowie den Blutdruck. Eine Überaktivität von ENaC führt zur Hypertonie, während eine Inaktivierung von ENaC eine Hypotonie zur Folge hat.

MERKE

Der amiloridhemmbare Natriumkanal ENaC ist an der Steuerung der Natriumrückresorption im distalen Nierentubulus maßgeblich beteiligt. Die Aktivierung von ENaC führt zum Bluthochdruck.

Ligandengesteuerte Kationenkanäle

Es gibt zwei Gruppen von nichtselektiven Kationenkanälen, die durch die Neurotransmitter Acetylcholin und Glutamat geöffnet werden.
Acetylcholinaktivierte Kationenkanäle
Die acetylcholinaktivierten Kationenkanäle nennt man auch nicotinische Acetylcholinrezeptoren, da sie außer durch Acetylcholin auch durch Nicotin geöffnet werden können. Man unterscheidet sie von den muscarinischen Acetylcholinrezeptoren, die durch Muscarin, das Gift des Fliegenpilzes, stimuliert werden und keine Kanäle, sondern G-Protein-gekoppelte Rezeptoren sind. Die nicotinischen Acetylcholinrezeptoren (n-ACh-Rezeptoren) gehören zur CHRN-Familie und spielen bei der Erregungsübertragung an zerebralen Synapsen und an der neuromuskulären Endplatte eine Schlüsselrolle (Kap. 29.4.3). Deshalb sind sie in der motorischen Endplatte und in postsynaptischen Membranen cholinerger Synapsen stark angereichert. Diese Konzentrierung (Clustering) erfolgt unter Mitwirkung intrazellulärer Proteine, die die Rezeptoren am Membranzytoskelett verankern.
Die n-ACh-Rezeptoren sind aus fünf ringförmig um eine Kanalpore angeordneten Untereinheiten aufgebaut. Im Skelettmuskel heißen diese Untereinheiten 2, , , . An der engsten Stelle haben die Kanalporen der n-ACh-Rezeptoren einen größeren Durchmesser (0,65 nm) als die Poren der spannungsabhängigen Natriumkanäle (0,4–0,5 nm). Deshalb lassen sie bei negativem Ruhepotenzial neben Na+ auch Ca2+ durch und sind prinzipiell auch für K+ durchgängig. Die Pore des n-ACh-Rezeptors öffnet sich, wenn zwei Acetylcholinmoleküle am Kanalkomplex gebunden haben.

Klinik

Bei Mutationen in allen vier Untereinheiten des n-ACh-Rezeptors aus dem Skelettmuskel kommt es zum Bild der kongenitalen Myasthenia gravis. Dieses Krankheitsbild kann auch durch Autoantikörper gegen den n-ACh-Rezeptor erzeugt werden. Die Symptome sind Muskelschwäche, schnelle Ermüdbarkeit und progressive Muskelatrophie.

Glutamataktivierte Kationenkanäle
An vielen Synapsen des Zentralnervensystems wird die elektrische Erregung durch glutamataktivierte Kationenkanäle übertragen. Ähnlich wie die acetylcholinaktivierten Natriumkanäle werden auch diese Kanäle Rezeptoren genannt (Tab. 21.1). Aufgrund unterschiedlicher Affinität zu den glutamatähnlichen Agonisten AMPA (-Amino-3-hydroxy-5-methyl-4-isoxazolproprionat), Kainat und NMDA (N-Methyl-D-aspartat) werden die glutamataktivierten Kationenkanäle in AMPA-, Kainat- und NMDA-Rezeptoren unterteilt. Die Namen der Familien sind GluR von Glutamatrezeptor, KA von Kainat und NR von NMDA-Rezeptor. Man unterscheidet diese Kanäle von den metabotropen Glutamatrezeptoren, die selbst keine Kanäle sind, sondern intrazelluläre Botenstoffe aktivieren.
Die glutamataktivierten Kationenkanäle bestehen aus vier identischen Untereinheiten mit je drei transmembranären -Helices (Kap. 29.4.3). Kanäle vom AMPA- und Kainat-Typ befinden sich in der postsynaptischen Membran glutaminerger Synapsen. Sie öffnen sich, wenn die Glutamatkonzentration im synaptischen Spalt bei einer Erregung auf millimolare Werte ansteigt. Während die durch AMPA und Kainat aktivierten Kationenkanäle neben Na+ und K+ nur geringe Mengen an Ca2+ durchlassen, haben die NMDA-aktivierten Kationenkanäle hohe Permeabilitäten für Na+, K+ und Ca2+. Letztere inaktivieren nach ihrer Öffnung langsamer und reagieren etwa 1.000-mal empfindlicher auf Glutamat als die AMPA- und Kainatrezeptoren. Eine weitere Besonderheit ist, dass die NMDA-Rezeptoren von außen spannungsgesteuert durch Mg2+ blockiert werden. Da diese Blockierung während einer Nervenerregung aufgehoben wird, strömt Ca2+ über die NMDA-Rezeptoren in erregte Neurone. Dadurch werden intrazelluläre Regulationsmechanismen in Gang gesetzt – das Lernen auf Synapsenebene.

Kationenkanäle der TRP- und KCNK-Gruppen

In den letzten Jahren wurden zwei weitere große Gruppen von Kationenkanälen mit wichtigen physiologischen Funktionen entdeckt. Viele dieser Kanäle besitzen nur sehr kleine Leitfähigkeiten und wurden deshalb früher übersehen. Es handelt sich um Kanäle der TRP-Gruppe (transient receptor potential) und um Kanäle der KCNK-Gruppe, die Untereinheiten mit zwei Porendomänen enthalten (Tab. 21.1).
TRP-Kanäle
TRP-Kanäle besitzen vier Untereinheiten mit jeweils sechs Transmembranhelices, die wie die Kanäle der VIC-Superfamilie jeweils eine Porendomäne aufweisen. Bisher sind sieben Untergruppen von TRP-Kanälen bekannt. Sie unterscheiden sich hinsichtlich ihrer Kationenselektivitäten, Aktivierungsmechanismen und physiologischen Funktionen. TRP-Kanäle werden durch sekundäre Botenstoffe, chemische Substanzen, mechanische Stimuli und osmotischen Stress aktiviert. Einige von ihnen befinden sich in Membranen intrazellulärer Kompartimente wie z.B. dem endoplasmatischen Retikulum und steuern die intrazelluläre Freisetzung von Ca2+. TRP-Kanäle sind an Geschmackswahrnehmungen beteiligt und spielen eine Rolle beim Sexual- und Sozialverhalten (Kap. 29.3.2 und 29.5.3Kap. 29.3.2Kap. 29.5.3). Andere TRP-Kanäle sind für die Temperatur- und Schmerzempfindung wichtig. Außerdem sind Kanäle aus dieser Gruppe an der Reabsorption von Ca2+ in der Niere beteiligt oder steuern das Auswachsen von Neuriten bei Nervenzellen.
Kanäle der KCNK-Gruppe mit zwei Porendomänen
Bei den KCNK-Kanälen handelt es sich um eine Gruppe von etwa 20 Kaliumkanälen mit kleinen Leitfähigkeiten, von denen viele rektifizierende Eigenschaften haben. Die KCNK-Kanäle bestehen aus Untereinheiten mit jeweils vier Transmembranhelices und zwei Porendomänen, d.h. Domänen, die an der Bildung des Selektionsfilters beteiligt sind. Diese Kanäle tragen maßgeblich zur Entstehung von Hintergrundströmen bei, sog. Leckströmen an Muskel- und Nervenzellen. Sie sind von großer physiologischer Bedeutung, da sie die Erregbarkeit von Neuronen und Muskelzellen modulieren.

MERKE

TRP-Kanäle sind Kationenkanäle mit vier Untereinheiten. Sie sind für die Geschmacks- und Temperaturempfindung wichtig und setzen Ca2+ aus intrazellulären Speichern frei. KCNK-Kanäle mit zwei Porendomänen pro Untereinheit modulieren die Erregbarkeit von Nervenzellen.

Chloridkanäle

Es gibt drei Typen von Chloridkanälen, die zu unterschiedlichen Proteinfamilien gehören: spannungsgesteuerte Chloridkanäle, durch Neurotransmitter aktivierte Chloridkanäle und einen ATP-abhängigen Chloridkanal.
Spannungsgesteuerte Chloridkanäle
Diese Kanäle gehören zur CLC-Familie (CLC chloride channel) und lassen neben Chlorid auch andere Anionen passieren. Sie modulieren die Erregbarkeit von Plasmamembranen und sind an transepithelialen Transportprozessen beteiligt. Die spannungsgesteuerten Chloridkanäle können in der äußeren Zellmembran oder in intrazellulären Membrankompartimenten lokalisiert sein. In den Membranen lagern sich jeweils zwei Untereinheiten mit 18 transmembranären Domänen zu Dimeren zusammen. Jedes Dimer besitzt zwei Kanalporen. Beim spannungsabhängigen Öffnen und Schließen dieser Kanäle wird das permeierende Anion als Spannungssensor benutzt.
Durch Neurotransmitter aktivierte Chloridkanäle
Die prä- und postsynaptischen Membranen von Synapsen enthalten häufig Chloridkanäle, die durch die Neurotransmitter Glycin oder -Aminobuttersäure (GABA) aktiviert werden. Die Öffnung dieser Glycin- bzw. GABAA-Rezeptoren führt in ruhenden Nervenzellen von Erwachsenen ([Cl]außen > [Cl]innen, negatives Membranpotenzial) zur Hyperpolarisation. Die Glycin- und GABAA-Rezeptoren (Familien GLR und GABR) besitzen untereinander große strukturelle Ähnlichkeiten und gehören wie der nicotinische Acetylcholinrezeptor zur Superfamilie der Cystein-Schleifen-Rezeptoren. Es handelt sich bei diesen Rezeptoren um Proteinkomplexe, die aus fünf identischen oder strukturell ähnlichen Einzelproteinen mit jeweils vier Transmembrandomänen bestehen. Von den Glycin- und GABAA-Rezeptoren gibt es viele Subtypen, die durch Kombination unterschiedlicher Einzelproteine entstehen. Die Subtypen unterscheiden sich bezüglich der Affinität für Aktivatoren und Hemmstoffe.

Klinik

Der Glycinrezeptor wird durch Strychnin (Rattengift!) blockiert. Dabei kommt es zu schweren Muskelkrämpfen. GABAA-Rezeptoren von Neuronen im ZNS stellen den Angriffspunkt für viele zentralnervös wirkende Medikamente dar. Dazu gehören Benzodiazepine (z.B. Valium) mit antiepileptischer, angstlösender, sedierender, relaxierender und hypnotischer Wirkung.

Der ATP-abhängige Chloridkanal CFTR
Das CFTR-Protein (CFTR cystic fibrosis transductor regulator, Gen ABCC-7) ist bei der cystischen Fibrose (Mukoviszidose) defekt. Es gehört zwar strukturell zur Superfamilie der ATP-Bindungs-Kassetten-(ABC-)Transporter (Kap. 21.3.2), ist aber funktionell ein Kanal. Der CFTR-Kanal (Abb. 21.11) enthält zwei homologe Bereiche aus je sechs Transmembrandomänen. Diese sind durch eine große intrazelluläre Schleife verbunden, die eine Bindungsstelle für ATP und eine Regulatordomäne für cAMP-abhängige Protein-Kinase enthält. Eine zweite Nucleotidbindungsstelle befindet sich auf dem intrazellulären COOH-terminalen Ende des Proteins. Die Öffnung des CFTR-Kanals wird durch Spaltung von ATP ausgelöst.
CFTR-Kanäle werden in Epithelzellen exprimiert, die NaCl sezernieren oder resorbieren. Man findet sie in Schweißdrüsen, in der Lunge, im Pankreas, im Darm und im Reproduktionstrakt. In den Ausführungsgängen von Schweißdrüsen wird NaCl aus dem Schweiß rückresorbiert. Dabei überquert Na+ die luminale Membran der Epithelzellen durch einen Natriumkanal und wird mithilfe der Na+-K+-ATPase in der basolateralen Membran in das Interstitium befördert. Chlorid folgt der Natriumbewegung, indem es die durch den Natriumeinstrom depolarisierte luminale Membran mithilfe des CFTR-Chloridkanals passiert und die basolaterale Membran – dem Membranpotenzial folgend – mithilfe eines zweiten Chloridkanals passiert.

Klinik

Die cystische Fibrose oder Mukoviszidose beruht auf Mutationen im CFTR-Chloridkanal, bei denen die Funktion des Kanals oder der Einbau des Kanals in die Plasmamembran verschlechtert oder blockiert wird. Die Krankheit ist relativ häufig (1 : 2000). Die klinische Symptomatik der Patienten wird durch Störungen der Pankreas- und Lungenfunktion beherrscht. Der CFTR-Kanal in den Pankreasgängen und Bronchien ist nämlich an der Sekretion von NaCl beteiligt. Da dem sezernierten Kochsalz normalerweise osmotisch Wasser folgt, bewirkt die NaCl-Sekretion die Spülung dieser Gangsysteme und verflüssigt den sezernierten Schleim. Bei der cystischen Fibrose kommt es zur Verstopfung von Pankreasgängen und Bronchien. Das führt zu chronischen Entzündungen in diesen Organen. Säuglinge entwickeln häufig einen Mekoniumileus, der operativ behoben werden muss. Außerdem kommt es bei Säuglingen und Kleinkindern zu Fettstühlen und Gedeihstörungen, die zu Minderwuchs führen. Beim Fortschreiten der Krankheit leiden die Patienten unter zunehmender Atemnot. Männliche Patienten können milde Formen der cystischen Fibrose mit einer Aplasie des Ductus deferens und Infertilität entwickeln, ohne dass andere Organe betroffen sind. Die Diagnose der cystischen Fibrose wird aufgrund der klinischen Symptomatik, durch den Nachweis einer erhöhten Kochsalzkonzentration im Schweiß und durch Mutationsanalyse des CFTR-Gens gestellt. Bei der Therapie steht die Bekämpfung der chronischen Bronchitis und Pankreatitis durch antibiotische Dauer- therapie im Vordergrund. Die zunehmende Zerstörung von Bronchialsystem und Lungengewebe kann durch Atemübungen und Physiotherapie verlangsamt werden. Diätetische Maßnahmen und Enzymsubstitution können die Schäden am Pankreas z.T. kompensieren. Als Ultima Ratio bleiben Lungen- und Pankreastransplantation. Konsequente Behandlung und lebensbegleitende Betreuung vieler Patienten konnte die mittlere Lebenserwartung bei dieser Krankheit auf mehr als 40 Jahre erhöhen.

MERKE

Spannungsabhängige Chloridkanäle modulieren die intrazelluläre Chloridkonzentration. In den postsynaptischen Membranen von inhibitorischen Synapsen gibt es durch Glycin und GABA gesteuerte Chloridkanäle. Der in Bronchien und Pankreasgängen exprimierte Chloridkanal CFTR ist für die NaCl- und Wassersekretion erforderlich. Mutationen in diesem Kanal führen zur cystischen Fibrose, die mit chronischen Bronchitiden und Pankreatitiden einhergeht.

Gap-junction-Kanäle

Gap-junction-Kanäle oder Nexus verbinden das Zytoplasma nebeneinanderliegender Zellen. Sie koordinieren die Aktivität von Zellen und Zellgruppen. In elektrisch erregbaren Zellen sind die Gap-junction-Kanäle elektrische Synapsen. So synchronisieren sie die elektrische Aktivität von Herzmuskelzellen oder glatter Muskulatur, die Signale aus elektrischen Schaltkreisen und die Exozytose von endokrinen Zellen. Außerdem ermöglichen sie den Austausch von Nährstoffen, Metaboliten und sekundären Botenstoffen wie Ca2+, cAMP und IP3. Eine wichtige Rolle spielen sie auch bei der Kontrolle des Zellwachstums, bei der Differenzierung von Zellen und während der Embryonalentwicklung.
Im Bereich von Gap junctions liegen die Plasmamembranen benachbarter Zellen eng aneinander (Entfernung von 10 bis 20 ). Gap junctions sind Areale mit vielen Gap-junction-Kanälen, welche die Plasmamembranen benachbarter Zellen durchqueren und einen Durchmesser zwischen 20 und 50 haben. Jeder dieser Kanäle setzt sich aus zwei Semikanälen (Connexonen) zusammen, von denen jeder sechs Untereinheiten (Connexine) besitzt. Die Untereinheiten besitzen wiederum je vier die Membran durchquerende -Helices, eine intrazelluläre Schleife und zwei extrazelluläre Schleifen. Das N-terminale und das C-terminale Ende befinden sich intrazellulär (Abb. 21.12). Die extrazelluären Schleifen vermitteln die Assoziation von Semikanälen in gegenüberliegenden Membranen, während das C-terminale Ende am Gating der Gap-junction-Kanäle beteiligt ist. Die Kanäle können durch cAMP geöffnet bzw. durch Ca2+ oder H+ geschlossen werden. Es gibt 17 Connexinsubtypen, die in unterschiedlichen Geweben exprimiert werden und die Kanäle aus homologen oder heterologen Connexinen mit unterschiedlichen Eigenschaften bilden. Während der Embryonalentwicklung werden im Gehirn unterschiedliche Gap-junction-Kanäle exprimiert.

Klinik

Die Charcot-Marie-Tooth-Krankheit (CMT) ist die häufigste erbliche periphere Neuropathie (1 : 2500). Bei dieser Krankheit kommt es durch Zerstörung oder Degeneration der Markscheiden zu einer progressiven Schädigung peripherer Nerven. Typische Symptome sind Schwäche in der Bein- und Armmuskulatur, Schwierigkeiten beim Laufen, Ataxie, abgeschwächte Sehnenreflexe und der Verlust peripherer Sensibilität. CMT kann durch Mutationen in Myelin kodierenden Genen oder durch Mutation im Connexin 32 kodierenden Gen entstehen. Connexin 32 ist in hoher Konzentration in Schwann'schen Zellen peripherer Nerven exprimiert. Es befindet sich im Bereich der Ranvier-Schnürringe und Schmidt-Lantermann-Inzisuren und ermöglicht die radiale Passage von Nährstoffen und Metaboliten durch Plasmamembranen der Schwann'schen Zellen zu den Axonen.

MERKE

Gap-junction-Kanäle bewirken eine elektrische und metabolische Kopplung von Zellen. Sie werden durch cAMP geöffnet.

Aquaporine

Da die Lipiddoppelmembran eine geringe Wasserpermeabilität besitzt und viele Ionenkanäle kleine Wassermengen zusammen mit Ionen durchlassen, haben alle Plasmamembranen eine kleine Grundpermeabilität für Wasser. Diese Permeabilität reicht aber nicht aus, um den Wasserdurchtritt durch Epithelzellschichten zu ermöglichen oder den Wassergehalt von Zellen zu regulieren. Diese Aufgabe übernehmen Wasserporen, die Aquaporine. Aquaporine sind immer offen. Ihre Wirkung wird über den Einbau in die Plasmamembran reguliert. Bisher kennt man zehn Subtypen von Wasserporen (AQP1–9 und 0). Aquaporine sind relativ kleine Proteine (30 kDa) mit intrazellulären Enden und sechs Transmembranhelices. Sie enthalten zwei größere Schleifen, die eine wasserselektive Pore zwischen vier Transmembranhelices begrenzen. Durch hochauflösende Elektronenmikroskopie des humanen Aquaporins 1 wurde gezeigt, dass sich vier Aquaporinmonomere in der Membran zu Tetrameren zusammenlagern, die dann vier Wasserporen enthalten (Abb. 21.13).
Die verschiedenen Aquaporinsubtypen haben eine unterschiedliche Gewebsverteilung, sind an unterschiedlichen physiologischen Funktionen beteiligt und werden unterschiedlich reguliert. AQP-0 ist in den Zellen der Augenlinse exprimiert und reguliert den Wassergehalt der Linse. AQP-1 findet sich in proximalen Nierentubuli, den dünnen absteigenden Schenkeln der Henle-Schleife und in den Vasa recta der Niere. Es ermöglicht die Wasserresorption im proximalen Tubulus und ist an der Harnkonzentrierung beteiligt. AQP-1 ist außerdem in vielen anderen resorbierenden und sekretorischen Epithelien exprimiert, u.a. im Plexus choroideus, in den Epithelien des Gallengangs und der Gallenblase, im Linsenepithel und im Epithel des Ziliarkörpers. AQP-2 findet sich ausschließlich im Sammelrohr der Niere und spielt eine essenzielle Rolle bei der Harnkonzentrierung. AQP-4 ist hauptsächlich in Gliazellen des ZNS zu finden, die den Subarachnoidalraum, die Hirnventrikel oder die Gefäße umgeben.

Klinik

Bei erhöhter Osmolarität des Blutes im Hypothalamus wird das Peptidhormon Arginin-Vasopressin (AVP) im Hypophysenhinterlappen in das Blut abgegeben. In der Niere bindet AVP an einen G-Protein-gekoppelten Rezeptor in der basolateralen Membran der Hauptzellen. Nach Freisetzung von cAMP und Aktivierung von Protein-Kinase A werden daraufhin intrazelluläre Vesikel mit AQP-2 in die luminale Membran der Hauptzellen eingebaut. Dadurch erhöht sich die Wasserpermeabilität dieser Membran. Während der Antidiurese sind nun die NaCl- und Harnstoffkonzentrationen im Interstitium des inneren Nierenmarks sehr hoch. Da die Hauptzellen in der basolateralen Membran AQP-3 und AQP-4 enthalten und die Osmolarität in den Hauptzellen mithilfe von Osmolyttransportern der hohen interstitiellen Osmolarität angepasst wird, kann dem Harn das Wasser durch Aquaporin 2 entzogen werden. Defektmutationen im AQP-2-Gen führen zum nephrogenen Diabetes insipidus. Die gleiche Krankheit tritt bei Mutationen im AVP-Rezeptor auf. Sie manifestiert sich innerhalb der ersten Lebenswochen. Die Kinder scheiden große Mengen eines verdünnten Harns aus, haben starken Durst und dehydrieren, wenn sie nicht behandelt werden.

MERKE

Aquaporine ermöglichen einen beschleunigten und regulierbaren Wassertransport durch Plasmamembranen.

Porenbildung durch extrazelluläre Proteine

Es gibt von Bakterien oder Immunzellen synthetisierte und in den Extrazellularraum abgegebene Proteine, die sich in Plasmamembranen einbauen können und dort zu Poren assoziieren. Beispiele für solche porenbildenden bakteriellen Toxine sind -Toxin aus Staphylococcus aureus, Hämolysin aus Escherichia coli und Streptolysin O aus Streptococcus pyogenes. Bei der Immunabwehr von Vertebraten werden Poren in pathogene Zellen eingebaut. Dafür sind das Komplementsystem und zytotoxische T-Lymphozyten zuständig. Zellmembranen können also von Mikroorganismen oder von körpereigenen Zellen lysiert werden.
Das Komplementsystem besteht aus neun Proteinen im Serum (C1–C9), die sich in Form einer Enzymkaskade gegenseitig aktivieren (Kap. 26.9.2). Die Komplementaktivierung hat drei Funktionen:
  • Markierung von Mikroorganismen zur Phagozytose (Opsonierung)

  • Aktivierung von Phagozyten

  • Lyse von Mikroorganismen durch Einbau von Poren.

Der porenbildende Komplex des Komplementsystems (MAC membrane attack complex) besteht aus den Proteinen C5–C9. Nach Aktivierung von C5 entsteht ein Komplex aus den Proteinen C5–C7, der sich an die Plasmamembran von Zielzellen anheftet und dadurch einen Einbau von C8 ermöglicht. Der membranassoziierte C5–C8-Komplex ist wiederum Grundlage für den Einbau von zwölf bis 18 C9-Monomeren, die eine kationenselektive und spannungsabhängige Pore mit einem Durchmesser von 100 bilden (Abb. 21.14). Im Serum lösliche Inhibitoren von C6 und C7 sorgen dafür, dass die Bildung von MACs nur lokal erfolgt. Bei der Bevölkerung von Südafrika hat man gehäuft eine verminderte Expression von C6-Protein beobachtet, die bei Kindern mit einer hohen Mortalität nach Gastroenteritiden korrelierte.
Zytotoxische T-Lymphozyten sezernieren das porenbildende Protein Perforin, das die Zerstörung von Tumorzellen und mit Viren infizierten Zellen bewirkt. Nach Aktivierung sezernieren zytotoxische T-Zellen Perforin-Monomere, die sich nach einer durch Calcium induzierten Konformationsänderung spontan in die Membran der Zielzellen einbauen. In der Membran polymerisieren die Perforinmonomere und bilden große Poren mit einem Durchmesser von 50 . Da durch diese Poren anorganische Ionen inklusive Calcium, Wasser sowie kleine organische Moleküle in die Zellen gelangen, sterben die Zellen ab.

MERKE

Durch einige Bakterien, zytotoxische T-Zellen und das Komplementsystem werden Proteine in den Extrazellularraum abgegeben. Sie bauen sich in die Plasmamembranen ein und bilden dort Poren, die zum Tod der betroffenen Zellen führen können.

Transporter

Der Mensch verfügt über zahlreiche Membrantransporter, die sich zu etwa 40 Proteinfamilien zuordnen lassen. Nach der Sequenzierung des menschlichen Genoms hat man sie zu drei Gruppen zusammengefasst: ATP ( ATPasen, Tab. 21.2), ABC ( ATP-binding cassette, Tab. 21.3) und SLC ( solute carrier, Tab. 21.4–21.9).
Zur Gruppe ATP gehören:
  • V/F-Typ-ATPasen: Sie enthalten vakuoläre V-ATPasen und mitochondriale F-Typ-ATPasen.

  • P-Typ-ATPasen: Sie enthalten ATP-spaltende Transporter, die ein phosphoryliertes Zwischenprodukt bilden.

  • ABC-Transporter: ATP-bindende Transporter mit typischen ATP-Bindungssequenzen.

Die ABC-Transporter-Gruppe ist gleichzeitig eine Superfamilie strukturell ähnlicher Transporter. Viele Transporter in der SLC-Gruppe gehören zur MFS-Superfamilie (major facilitator superfamily).
Funktionell unterscheidet man zwischen aktiven Transportern, die Stoffe entgegen ihrem elektrischen und chemischen Gradienten transportieren können, und passiven Transportern, die eine Diffusion von Stoffen durch die Plasmamembran ermöglichen.
Bei den primär aktiven Transportern wird die benötigte Energie durch energiereiche Verbindungen geliefert, bei Säugetieren ATP. Ein Beispiel dafür sind die P-Typ-ATPasen, die diese Energie zunächst für die Bildung einer energiereichen Phosphatesterbindung mit dem Transporter nutzen. In einem zweiten Schritt führt die Spaltung dieser Bindung zu Konformationsänderungen, die den aktiven Transport bewirken. Bei V-/F-Typ-ATPasen und ABC-Transportern erfolgt die Übertragung der Energie, ohne dass der Transporter selbst zwischenzeitlich phosphoryliert wird.
Sekundär aktive Transporter nutzen für den Transport ihrer Substrate Energie, die in Form eines elektrochemischen Potenzials durch ein oder zwei weitere Moleküle bereitgestellt wird, sog. Cosubstrate. Die Membranpassagen von Substrat und Cosubstrat(en) sind energetisch gekoppelt. Dabei folgen die Cosubstrate in der Regel ihrem elektrochemischen Potenzialgefälle, während die Substrate entgegen ihrem Konzentrationsgradienten (neutrale Substrate) oder ihrem elektrochemischen Potenzialgefälle (geladene Substrate) angereichert werden können. Transporter, die einen gleichsinnigen und gleichzeitigen Transport von Substrat und Cosubstrat ermöglichen, werden Cotransporter oder Symporter genannt (z.B. der Na+-D-Glucose-Cotransporter SGLT1 [SLC5-A1, Tab. 21-4]). Häufig bindet das Cosubstrat zuerst und erhöht dadurch die Affinität für das Substrat. Transporter, die Substrat und Cosubstrat in entgegengesetzte Richtungen transportieren, nennt man Antiporter (z.B. der Na+-H+-Austauscher NHE-3 [SLC9-A3, Tab. 21.7]). In der Regel ist unbekannt, ob Substrat und Gegensubstrat gleichzeitig oder nacheinander transportiert werden.
Passive Transporter oder erleichterte Diffusionssysteme ermöglichen den Ausgleich von transmembranären Konzentrationsgradienten. Wenn Kationen oder Anionen durch passive Transporter transportiert werden, stellen sich die Konzentrationen der Substrate entsprechend dem vorliegenden Membranpotenzial ein. Nach der Nernst-Gleichung kann ein einwertiges Kation bei einem Membranpotenzial von –61 mV mithilfe eines passiven Transporters zehnfach in der Zelle angereichert werden. Es gibt asymmetrische Transporter, die ihr Substrat in eine Richtung besser transportieren als in die andere, und symmetrische Transporter, die in beide Richtungen gleich gut arbeiten. Kann ein Transporter auch arbeiten, wenn auf der Gegenseite kein Substrat angeboten wird, so bezeichnet man ihn als Uniporter. Das in dem Reaktionsschema in Abb. 21.4c dargestellte Transportermodell repräsentiert einen passiven Transporter, der symmetrisch, aber auch als Uniporter arbeiten kann. Wenn ein Transporter Nettoladung über die Membran befördert, kann man während der Aktion einen konstanten Strom messen. In diesem Fall handelt es sich um einen elektrogenen Transport.
Die Menge von Transportern in der Plasmamembran wird auf unterschiedlichste Art und Weise reguliert:
  • durch Steuerung der Transkription

  • durch Regulation der Fusion von transporterbeladenen Membranvesikeln mit der Plasmamembran (Exozytose)

  • durch Steuerung der Entfernung von Transportermolekülen aus der Plasmamembran (Endozytose)

  • durch Steuerung des proteolytischen Abbaus von Plasmamembrantransportern.

Schnelle Regulationen, die innerhalb von wenigen Minuten zum Tragen kommen, erfolgen in der Regel durch Endo- oder Exozytose, während langsame Regulationen über Stunden und Tage häufig auf Transkriptionsebene stattfinden.
Die Aktivität der Transportermoleküle innerhalb der Membran wird durch die Konzentration von Substraten, Cosubstraten und Hemmstoffen, durch Änderungen des Membranpotenzials, durch Assoziation der Transporter mit Regulationsproteinen und/oder durch posttranslationale Modifizierungen der Transporter gesteuert.

MERKE

Es gibt primär aktive, sekundär aktive und passive Transporter, die zu verschiedenen Proteinfamilien gehören und unterschiedliche Substratspezifitäten aufweisen. Ihre Quantität in der Plasmamembran wird langfristig durch Transkription und kurzfristig durch Transport und Degradation reguliert.

V-Typ- und P-Typ-ATPasen in Plasmamembranen

V-Typ-ATPasen sind ähnlich aufgebaut wie die F-Typ-ATP-Synthase in den Mitochondrien. Sie bestehen aus vielen Untereinheiten und besitzen einen die Membran durchquerenden V0-Teil und einen vorwiegend intrazellulär lokalisierten V1-Teil mit der ATP-Bindungsstelle (Abb. 21.15). In Plasmamembranen von proximalen Nierenepithelzellen und Schaltzellen renaler Sammelrohre werden V-Typ-ATPasen der ATP6-Familie (Tab. 21.2) exprimiert, die Protonen transportieren. Zur ATP6-Familie gehören auch H+-ATPasen, die für die Ansäuerung intrazellulärer Vesikel verantwortlich sind.
P-Typ-ATPasen findet man außer in Plasmamembranen auch im endoplasmatischen Retikulum (Ca2+-ATPase). Die wichtigsten P-Typ-ATPasen in der Plasmamembran (Tab. 21.2) sind die in allen Zellen exprimierte Na+-K+-ATPase (Familie ATP1, Abb. 21.15), die im Magen exprimierte H+-K+-ATPase (Familie ATP4) und die in der Plasmamembran von Erythrozyten exprimierte Ca2+-ATPase (Familie ATP2).
Na+-K+-ATPase
Die Na+-K+-ATPase ist eine P-Typ-ATPase, welche die hohen Kaliumkonzentrationen in tierischen Zellen erzeugt und bei Säugetieren in allen Zellen vertreten ist (Tab. 21.2). In den Epithelzellen der Pars recta der distalen Tubuli im äußeren Nierenmark ist die Na+-K+-ATPase an der Resorption von NaCl beteiligt. Dort findet sie sich in hohen Konzentrationen in den basolateralen Membranen der Epithelzellen und transportiert Na+, das durch den Na+-K+-2 Cl-Cotransporter aus dem Tubuluslumen in die Zellen gelangt ist, in das Interstitium des äußeren Nierenmarks. Die Na+-K+-ATPase besteht immer aus je zwei -Untereinheiten (ATP1-A, 112 kDa) und -Untereinheiten (ATP1-B, 35 kDa). Die -Untereinheit bildet den Transportweg durch die Plasmamembran. Sie enthält eine ATP-Bindungsstelle auf der intrazellulären und eine Steroidbindungsstelle auf der extrazellulären Seite. Die -Untereinheit besitzt nur eine Transmembranhelix und liegt hauptsächlich extrazellulär.
Zellen enthalten im Vergleich zum Interstitium eine hohe Kalium- und eine niedrige Natriumkonzentration. Diese Konzentrationsunterschiede werden durch die Na+-K+-ATPase erzeugt und aufrechterhalten. Der Transporter benutzt die bei der Spaltung eines ATP-Moleküls frei werdende Energie, um drei Natriumionen aus der Zelle heraus- und zwei Kaliumionen in die Zelle hineinzutransportieren. Es handelt sich also um einen primär aktiven, elektrogenen Transporter.
Abb. 21.16 zeigt die Einzelschritte des Transports von Na+ und K+, der stöchiometrisch an die Enzymreaktion der Na+-K+-ATPase gekoppelt ist. Nach Bindung von ATP (E, ATP) und 3 Na+-Ionen von innen wird ATP unter Mitwirkung von Mg2+ in ADP und Phosphat gespalten, und das frei werdende Phosphat wird mit einem Aspartatrest der Na+-K+-ATPase verestert (-Aspartylphosphat in Abb. 21.17). Dabei wird Na+ im Transporter gefangen (E-P[3 Na+]), und die Natriumbindungsstellen gehen automatisch in einen nach auswärts geöffneten Zustand über (E-P, 3 Na+). Somit wird im Interstitium Natrium freigesetzt (E-P). In diesem Zustand kann Digitoxigenin (Abb. 21.16 und 21.17) von außen an den Transporter binden. 2 K+-Ionen binden nun von außen, die Na+-K+-ATPase wird dephosphoryliert, und der Transporter geht in einen Zustand über, bei dem K+ im Transporter gefangen ist (E[2K+]). Daraufhin bindet ATP, und der Transportkanal öffnet sich nach innen (E, ATP, 2 K+). K+ wird nun nach innen abgegeben, und von innen her werden Na+-Bindungsstellen zugänglich (E, ATP). Die in Abb. 21.16 gezeigten Reaktionsschritte sind streng gekoppelt und reversibel. Die Wechselzahl der Na+-K+-ATPase ist für einen Transporter hoch. Sie beträgt 100 s–1. Unter optimalen Bedingungen transportiert also ein Na+-K+-ATPase-Molekül pro Sekunde 300 Na+-Ionen aus der Zelle heraus und 200 K+-Ionen in die Zelle hinein.

Klinik

Seit 200 Jahren werden in der Medizin bei Herzschwäche Extrakte aus dem roten Fingerhut eingesetzt, z.B. unter dem Namen Digitalis. Die wirksame Komponente dieser Extrakte sind herzaktive Steroide wie Digitoxigenin, die die Na+-K+-ATPase hemmen, indem sie die Dephosphorylierung des Transporters blockieren (Abb. 21.16). In Herzmuskelzellen führt die Hemmung der Na+-K+-ATPase bei relativ geringen Dosen von Digitalis zu einem erhöhten Natriumspiegel in der Zelle und zur Abflachung des zelleinwärts gerichteten Na+-Gradienten (Abb. 21.18). Das hemmt den Ca2+-Export durch den in der Plasmamembran von Herzmuskelzellen exprimierten 2 Na+-Ca2+-Austauscher (SLC8-A1). Der daraus resultierende Anstieg der intrazellulären Calciumkonzentration führt zu einer Verstärkung der Kontraktionskraft.

Andere P-Typ-ATPasen
Ca2+-ATPasen In der Plasmamembran von Erythrozyten und einigen anderen Zellen werden Ca2+-ATPasen vom P-Typ exprimiert (ATP2B1–4). Diese Ca2+-ATPasen bestehen aus -Untereinheiten mit struktureller Ähnlichkeit zur -Untereinheit der Na+-K+-ATPase. In den Erythrozyten senkt die Ca2+-ATPase in der Plasmamembran die intrazelluläre Calciumkonzentration auf etwa 0,1 mol L–1. Die Ca2+-ATPasen haben eine Interaktionsdomäne für das intrazelluläre Calciumbindungsprotein Calmodulin. Wenn der Calciumspiegel im Zytosol ansteigt, bindet Ca2+ an Calmodulin, das daraufhin mit einer intrazellulären Schleife der Ca2+-ATPase in Wechselwirkung treten und den Transporter aktivieren kann. Die Ca2+-ATPase in Erythrozyten arbeitet als elektrogener 1 Ca2+-1 H+-Austauscher. Die beim Calciumexport in die Erythrozyten beförderten Protonen werden durch intrazelluläres Hydrogencarbonat abgepuffert.
H+-K+-ATPase Die H+-K+-ATPase (Familie ATP4) hat eine große Ähnlichkeit zur Na+-K+-ATPase. In den Belegzellen des Magens ist sie für die Sekretion von Protonen verantwortlich. Sie tauscht zwei intrazelluläre Protonen gegen zwei extrazelluläre Kaliumionen aus. Dabei wird ein ATP-Molekül gespalten. Das für den Austausch benötigte Kalium wird über Kaliumkanäle von Belegzellen oder benachbarten Zellen geliefert (Abb. 21.19). Das Proton wird dem Gleichgewicht CO2 + H2O H2CO3 H+ + HCO3 entzogen. Das Medikament Omeprazol ist ein spezifischer Hemmstoff der H+-K+-ATPase, das bei Magengeschwüren die Säureproduktion reduzieren soll.
Cu2+-ATPase In den Plasmamembranen von Nervenzellen und vielen anderen Zellen ist eine Kupfer transportierende P-Typ-ATPase aus der Familie ATP7 exprimiert. Mutationen in den Untereinheiten dieses Proteins führen zur progressiven Degeneration von Nervenzellen mit Tod in der Kindheit (Menkes-Krankheit).
Phospholipid-ATPasen Epithelzellen in Darm, Leber und anderen Geweben exprimieren in ihren Plasmamembranen P-Typ-ATPasen der Familie ATP8, die Aminophospholipide transportieren (z.B. Phosphatidylethanolamin). Genetische Defekte in einem dieser Transporter führen zu einer Form der progressiven familiären intrahepatischen Cholestase.

Merke

Die Na+-K+-ATPase, Ca2+-ATPase und die H+-K+-ATPase sind primär aktive Transporter, die während ihres Reaktionszyklus ein phosphoryliertes Zwischenprodukt bilden und deshalb P-ATPasen genannt werden. Die Na+-K+-ATPase kommt in jeder Zelle vor und baut die Na+- und K+-Gradienten über die Plasmamembran auf. Im sarkoplasmatischen Retikulum von Muskelzellen und in der Plasmamembran von Erythrozyten gibt es unterschiedliche Ca2+-ATPasen. Die H+-K+-ATPase in den Belegzellen des Magens ist für die Ansäuerung des Mageninhaltes verantwortlich.

ABC-Transporter

Die ABC-Transporter-Superfamilie (ABC ATP-binding cassette) umfasst acht Familien mit mehr als 50 bislang bekannten Transportern, Kanälen oder Kanalkomponenten. Die Transporter befördern sehr unterschiedliche, in der Regel niedermolekulare Substanzen (Tab. 21.3). Als Gemeinsamkeit enthalten die Mitglieder dieser Superfamilie zwei Paare von miteinander homologen Bereichen, nämlich zwei Domänen aus je sechs Transmembranhelices und zwei intrazelluläre ATP-Bindungsstellen (Walker-Sequenzen). Die beiden homologen Domänen können auf einem Protein liegen. Diese Proteine bilden vollständige Transporter, z.B. ABCA 1, MRP oder MDR3. Die homologen Domänen können aber auch durch Assoziation von zwei gleichen oder verschiedenen Proteinen als Homo- bzw. Heterodimer vorliegen, wie z.B. bei den Transportern der ABCG-Familie (Abb. 21.20). Einige Transporter dieser Superfamilie besitzen noch eine weitere Domäne mit sechs Transmembranhelices (Abb. 21.20).
ABC-Transporter sind meist Floppasen, die Substrate von intrazellulär nach extrazellulär transportieren (Kap. 8.4). Einige ABC-Transporter (ABCA-1, ABCG-1) spielen im Lipoproteinstoffwechsel eine zentrale Rolle (Kap. 18), andere in der hepatischen Exkretion von endogenen Substraten wie Lipiden und Bilirubin (ABCB-4, ABCB-11, ABCC-2, ABCC-3, ABCG-5 und ABCG-8) oder von Xenobiotika und Medikamenten (ABCB-1, ABCC-2, Kap. 27).
Viele ABC-Transporter gehören zu den polyspezifischen Transportern wie z.B. MDR1 und MRP1. Während die meisten Transporter nur eine bestimmte Molekülstruktur erkennen, akzeptieren polyspezifische Transporter Moleküle unterschiedlicher Struktur als Substrat. Trotzdem arbeiten sie nicht unspezifisch, da sie Moleküle aufgrund kleiner struktureller Unterschiede vom Transport ausschließen können. Polyspezifische Transporter sind von großer biomedizinischer Bedeutung, weil sie Medikamente und Umweltgifte im Körper verteilen und ausscheiden.
ABCB-Familie/MDR-Transporter Der Transporter MDR1 (multidrug resistance protein 1, ABCB-1, P-Glykoprotein) wurde in einigen Tumorzelllinien entdeckt, die ihn während der Behandlung mit Zytostatika hochregulieren und dadurch resistent werden. MDR1 transportiert viele hydrophobe ungeladene oder hydrophobe kationische Pharmaka unter ATP-Verbrauch aus Zellen heraus. Er befindet sich in der luminalen Membran von Darmepithelzellen, in Gallengangskapillaren der Leberzellen (Kap. 27) und in Bürstensaummembranen von Epithelzellen der proximalen Nierentubuli. Außerdem wurde MDR1 in Kapillarendothelzellen der Blut-Hirn-Schranke nachgewiesen. Hydrophobe Umweltgifte und Medikamente, die an diesen Stellen passiv in die Lipiddoppelschicht der Plasmamembran eindringen, werden durch den primär aktiven MDR1-Transporter wieder nach außen befördert. Die möglicherweise lebenswichtige Funktion von MDR1 für den Schutz des Körpers vor Umweltgiften zeigte sich an Mäusen, bei denen das Gen für MDR1 ausgeschaltet wurde. Im Gegensatz zu Wildtyp-Mäusen mit funktionsfähigem MDR1-Transporter starben Mäuse ohne MDR1 nach Behandlung ihrer Käfige mit einem gängigen Desinfektionsmittel.
Die Transporter ABCB-4 (MDR3) und ABCB-11 (BSEP, bile salt export pump) werden ebenfalls in Gallengangkapillaren exprimiert (Kap. 27). MDR3 und BSEP sind an der Bildung der Gallenflüssigkeit beteiligt. MDR3 transportiert Phosphatidylcholin und BSEB Gallensäuren in die Galle. Mutationen in MDR3 oder BSEP führen zu erblichen Formen der intrahepatischen Cholestase (Tab. 21.3).
Wichtige Mitglieder der ABCB-Familie sind die im endoplasmatischen Retikulum (ER) lokalisierten ATP-abhängigen Peptidtransporter ABCB-2 (TAP1) und ABCB-3 (TAP2). Diese Transporter bilden Homodimere mit je sechs Membrandomänen und einer ATP-Bindungsstelle (Abb. 21.20). Sie spielen eine wichtige Rolle bei der Antigenpräsentation, da sie Peptide aus dem Zytosol in das Lumen des ER transportieren. Dort binden die Peptide an Membranproteine – sog. HLA-Proteine –, die sie nach Exozytose an der Außenseite der Plasmamembran präsentieren (Kap. 26.6.2).
ABCC-Familie/MRP-Transporter Zur ABCC- oder MRP-Familie (MRP MDR-related protein) gehören wichtige primär aktive Transporter für Lipide und Arzneimitteltransporter sowie der Chloridkanal CFTR. Der MRP1-Transporter (ABCC-1) in der sinusoidalen Membran von Leberzellen transportiert glutathionkonjugierte Pharmaka unterschiedlicher Struktur aus den Hepatozyten in die Sinusoide. Der MRP2-Transporter (ABCC-2) befindet sich in der biliären Membran der Leberzellen. Er transportiert anionische Verbindungen unterschiedlicher Struktur aus den Hepatozyten in die Galle. Zu den Substraten dieses Transporters gehört neben glucuronidierten Medikamenten und Umweltgiften konjugiertes Bilirubin. Mutationen im MRP2-Transporter führen zum Dubin-Johnson-Syndrom mit gestörter Bilirubinausscheidung (Ikterus) und Pigmentablagerungen in der Leber (Kap. 27).

MERKE

ABC-Transporter sind ATPasen, die Lipide, Metaboliten, Medikamente und Gifte aus Zellen heraustransportieren. Viele dieser Transporter sind polyspezifisch. Zu ihnen gehören die in der Leber exprimierten MDR- und MRP-Transporter.

Transporter für Monosaccharide und Lactat

Monosaccharide und Lactat sind wichtige Energiequellen für eukaryontische Zellen. Während sekundär aktive Na+-D-Glucose-Cotransporter der SGLT- oder SLC5-Familie für die D-Glucose-Aufnahme im Darm verantwortlich sind, erfolgt die D-Glucose-Aufnahme in Fett-, Muskel- und Nervenzellen durch passive Transporter der GLUT- oder SLC2-Familie. Lactat passiert Plasmamembranen mithilfe von H+-Lactat-Cotransportern der MTC- oder SLC16-Familie (Tab. 21.4).
GLUT-Familie (SLC2) Die SLC2-Familie gehört zur MFS-Superfamilie (MFS major facilitator superfamily). Bisher wurden 13 Mitglieder der SLC2-Familie identifiziert. Fünf davon wurden genauer charakterisiert. Sie unterscheiden sich bezüglich ihrer Gewebeverteilung, Membranlokalisation, Regulation und Affinität gegenüber D-Glucose. Es handelt sich um passive, stereospezifische Transporter mit relativ niedriger Affinität für D-Glucose (Km-Werte zwischen 2 und 10 mmol L–1).
Der GLUT1-Transporter (SLC2-A1) wird in Erythrozyten, in Hirnkapillaren und in Tumorzellen exprimiert. Für D-Glucose besitzt GLUT1 eine Michaelis-Menten-(Km-)Konstante von 3 mM. Im Gehirn ermöglicht dieser Transporter die Passage von D-Glucose über die Blut-Hirn-Schranke. Da er im Gegensatz zu den Na+-D-Glucose-Cotransportern (Tab. 21.4) 2-Desoxy- D-Glucose als Substrat akzeptiert, kann seine Aktivität im Gehirn nach Injektion von Fluoro-2-desoxy-D-Glucose mithilfe der Positronenemissionstomographie (PET) bestimmt werden.
Der GLUT2-Transporter ist ein niedrig affiner Glucosetransporter mit einem Km-Wert für D-Glucose von 17 mM. Er wird in Epithelzellen der Dünndarmschleimhaut und proximaler Nierentubuli (Abb. 21.21), in Hepatozyten und in den -Zellen der Langerhans-Inseln des Pankreas exprimiert. In den Epithelzellen proximaler Nierentubuli befindet sich GLUT2 in der basolateralen Membran und vermittelt den zweiten Schritt bei der Resorption von D-Glucose, also den Ausstrom des luminal sekundär aktiv aufgenommenen Zuckers. In den Hepatozyten ermöglicht GLUT2 je nach Stoffwechsellage die Aufnahme von D-Glucose aus den Sinusoiden oder die Abgabe von D-Glucose aus den Hepatozyten in die Sinusoide. Im Pankreas ermöglicht GLUT2 die Glucoseaufnahme in die -Zellen und beteiligt sich an der glucoseabhängigen Regulierung der Insulinausschüttung (Abb. 21.9). Wegen des hohen Km-Werts von GLUT2 für D-Glucose ist die D-Glucose-Aufnahme in die -Zellen proportional zu der Glucosekonzentration im Blut. Die D-Glucose-Konzentration in den -Zellen steuert die Produktion von ATP, das seinerseits den Kaliumkanal Kir6.2 blockiert, der die Insulinausschüttung triggert.
Der GLUT3-Transporter vermittelt in Synzytiotrophoblasten der Plazenta die D-Glucose-Aufnahme in das kindliche Blut und den Transport von D-Glucose in Nervenzellen.
Der GLUT4-Transporter wird in Skelettmuskelzellen, Herzmuskelzellen und Fettzellen exprimiert. Diese Zellen besitzen Insulinrezeptoren, die den Membraneinbau des GLUT4-Transporters steuern. Bei Erhöhung der Insulinkonzentration im Blut wird dieser Transporter innerhalb weniger Minuten vermehrt aus intrazellulären Vorratsvesikeln in die Plasmamembran eingebaut (Kap. 5 und 24Kap. 5Kap. 24). Dadurch steigt die Glucoseaufnahme in die Zellen, und der D-Glucose-Spiegel im Blut sinkt.
Der GLUT5-Transporter wird in der luminalen Membran von Dünndarmepithelien (Abb. 21.21) und in der Plasmamembran von Spermien exprimiert. Dieser Transporter transportiert keine D-Glucose, sondern D-Fructose, die der Ernährung der Spermien dient.

Klinik

Heterozygote Defektmutationen des SLC2-1-Gens (GLUT1) führen zum De-vivo-Syndrom. Dabei ist die Konzentration von D-Glucose im Gehirn erniedrigt, und es kommt zu Krampfanfällen. Häufig werden Entwicklungsstörungen, ein verkleinertes Gehirn und ein erniedrigter Blutdruck beobachtet. Inaktivierende Mutationen des SLC2-2-Gens (GLUT2) sind die Ursache des Fanconi-Bickel-Syndroms. Bei dieser Krankheit handelt es sich um eine seltene autosomal-rezessive Störung des Kohlenhydratstoffwechsels, bei der es zu einer exzessiven Anhäufung von Glykogen in Leber und Niere mit einer Vergrößerung dieser Organe kommt. In der Niere entsteht eine Tubulopathie, bei der die Funktionen des proximalen Tubulus gestört sind. Die Patienten weisen eine Glucose- und Galaktoseintoleranz auf, werden nach kurzfristigem Fasten hypoglykämisch und leiden häufig unter Osteoporose.

SGLT-Familie (SLC5) Der Na+-D-Glucose-Cotransporter SGLT1 (SLC5-A1) wird in Dünndarmepithelzellen (Abb. 21.21) und im distalen Abschnitt (S3-Segment) proximaler Nierentubuli exprimiert. In diesen Zellen befindet sich SGLT1 in der Bürstensaummembran und vermittelt den ersten Schritt bei der Resorption von D-Glucose. SGLT1 ist ein spezifischer, elektrogener Transporter mit relativ hoher Affinität (Km 0,5 mmol L–1), der ein Molekül D-Glucose oder D-Galaktose zusammen mit zwei Natriumionen transportiert. Beim Transport bindet SGLT1 zunächst Natrium von außen. Dadurch erhöht sich die Affinität für D-Glucose, sodass diese ebenfalls binden kann. Bei der nun folgenden Konformationsänderung des Transporters wechseln die Natrium- und D-Glucose-Bindungsstellen von der äußeren auf die innere Seite der Zelle. Dort werden zuerst die Natriumionen und anschließend D-Glucose freigesetzt. Danach macht der leere Transporter eine weitere Konformationsänderung durch, bei der die Bindungsstellen wieder von außen zugänglich werden. SGLT1 arbeitet asymmetrisch und befördert bei jedem Transportzyklus auch etwa 250 Moleküle Wasser in das Zellinnere. Genetische Defekte in SGLT1 führen zum Glucose-Galaktose-Malabsorptionssyndrom. Dabei kommt es kurz nach der Geburt zu starken Durchfällen und Gedeihstörungen der Säuglinge. Wenn die Kinder nicht eine glucose- und galaktosefreie Diät erhalten, führt diese Krankheit zum Tode. Der Na+-D-Glucose-Cotransporter SGLT2 (SLC5-A2) besitzt eine geringere Affinität für D-Glucose und transportiert ein Molekül D-Glucose zusammen mit einem Natriumion. SGLT2 ist im gewundenen Abschnitt des proximalen Tubulus lokalisiert und vermittelt die Reabsorption des Hauptanteils der ultrafiltrierten D-Glucose.
MCT-Familie (SLC16) Vier Transporter dieser Familie transportieren kurze Monocarbonate wie Lactat, Pyruvat und Ketonkörper. SLC16-A1 oder MCT1 ( mono carbon transporter 1) transportiert ein Monocarbonat zusammen mit einem Proton. Die MCT-Transporter ermöglichen die zelluläre Abgabe und Aufnahme von Milchsäure. Unter anaeroben Bedingungen mit verstärkter Glykolyse sind die Zellen auf die Abgabe von Milchsäure (Lactat plus H+) angewiesen, um eine Übersäuerung der Zellen zu verhindern. Während der Gluconeogenese in der Leber wird Lactat durch MCT1 und MCT2 (SLC16-A7) in Hepatozyten aufgenommen. Mutationen in MCT1 führen zu Muskelschwäche bei körperlicher Belastung.

MERKE

Der Transport von D-Glucose über Plasmamembranen erfolgt durch die sekundär aktiven Na+-D-Glucose-Cotransporter SGLT1 und SGLT2 und durch die passiven Glucosetransporter GLUT1–4. GLUT4 ist in Fettzellen exprimiert und wird durch Insulin reguliert.

Transporter für Aminosäuren und Neurotransmitter

Die Absorption, Ausscheidung und Verteilung von Aminosäuren erfolgt mithilfe von vielen Aminosäuretransportern, deren Komponenten zu sechs verschiedenen Proteinfamilien gehören (Tab. 21.5). Die Aminosäuretransporter bestehen aus einem oder zwei Proteinen und bedienen sich unterschiedlicher Transportmechanismen. Es handelt sich um Na+-Cotransporter, H+-Cotransporter, Aminosäureaustauscher und passive Transporter. Da einige Aminosäuren gleichzeitig Neurotransmitter sind (z.B. Glutamat und Glycin, Kap. 29.4.3) und die Transporter der Neurotransmitter zu den gleichen Familien gehören wie die Aminosäuretransporter, werden sie zusammen besprochen.
SLC1-Familie Zu dieser Familie gehören Na+-Cotransporter für neutrale und anionische Aminosäuren. Die Na+-Cotransporter ASCT1 (SLC1-A4) und ASCT2 (SLC1-A5) transportieren viele neutrale Aminosäuren wie z.B. L-Alanin, L-Serin, L-Cystein und L-Threonin. ASCT2 transportiert außerdem L-Glutamin und L-Asparagin. Dieser Transporter befindet sich z.B. in Bürstensaummembranen von Enterozyten und proximalen Nierentubuluszellen (Abb. 21.22). Er beteiligt sich an der Resorption von neutralen Aminosäuren im Darm und deren Rückresorption in der Niere.
Die Transporter EAAC1 (SLC1-A1), GLT-1 (SLC1-A2) und GLAST (SLC1-A3) transportieren undissoziierte Glutamin- oder Asparaginsäure zusammen mit drei Natriumionen in die Zelle. Gleichzeitig befördern sie ein Kaliumion aus der Zelle heraus. Durch die Ausnutzung des zelleinwärts gerichteten Natriumgradienten und des zellauswärts gerichteten Kaliumgradienten können diese Transporter Glutamat tausendfach in den Zellen anreichern. EAAC1 ist in den Bürstensaummembranen von Enterozyten (Abb. 21.22) und proximalen Nierentubuli sowie in Nervenzellen des Gehirns exprimiert. GLT-1 und GLAST sind in den Plasmamembranen von Gliazellen lokalisiert. Im Gehirn befinden sich EAAC1, GLT-1 und GLAST im Bereich von glutaminergen Synapsen. Nach Ausschüttung des Neurotransmitters Glutaminsäure beenden sie die Erregung durch Entfernung von Glutaminsäure aus dem synaptischen Spalt.
SLC38-Familie Zu ihr gehören Na+-Cotransporter für neutrale Aminosäuren. Die Transporter SLC38-A1 (SNAT1), SLC38-A2 (SNAT2) und SLC38-A4 transportieren kleine, aliphatische Aminosäuren zusammen mit Na+ (z.B. Glutamin, Alanin, Cystein, Histidin und Serin). Die Subtypen SLC38-A3 (SNAT3) und SLC38-A5 (SNAT5) transportieren Na+ zusammen mit einer Aminosäure in eine Richtung und ein Proton in die Gegenrichtung. SNAT3 befindet sich in Astrozyten. Das nach Stimulation glutaminerger Synapsen ausgeschüttete Glutamat wird über einen Na+-Glutamat-Cotransporter (SLC1-A2 oder GLT-1, oben) in Astrozyten aufgenommen. Glutamat wird durch die Glutaminsynthetase zu Glutamin umgewandelt und durch SNAT3 zurück in das Interstitium transportiert. SNAT1 befördert das Glutamin in die Neurone, wo es in den Mitochondrien durch eine Glutaminase in Glutamat zurückverwandelt und in Vesikel verpackt wird. In der Leber befindet sich SNAT3 in der sinusoidalen Membran der Hepatozyten. Je nach Stoffwechsellage vermittelt SNAT3 hier den Influx oder Efflux von Glutamin.
SLC36-Familie Zu den Mitgliedern dieser Familie gehören die H+-Cotransporter für Aminosäuren. Die Transporter PAT1 (SLC36-A1) und PAT2 (SLC36-A2) gehören zur AAAP (amino acid auxin permease) Superfamilie. PAT1 befindet sich in Plasmamembranen von Epithelzellen und in Membranen von Lysosomen und vermittelt den Cotransport von H+ mit kleinen neutralen Aminosäuren (Glycin, Alanin, Prolin) und mit dem Neurotransmitter ‑Aminobuttersäure (GABA). Im Dünndarm ist PAT1 in der luminalen Membran von Enterozyten lokalisiert und beteiligt sich an der Resorption neutraler Aminosäuren (Abb. 21.22).
Familien SLC7 und SLC3 Die Transporter der SLC7-Familie kann man in zwei Gruppen unterteilen:
  • homomere Transporter kationischer Aminosäuren (SLC7-A1–3 oder CAT1–3)

  • Membranproteine (SLC7-A5–9), die mit Glykoproteinen der Familie SLC3 heterodimere Aminosäuretransporter für kationische und neutrale Aminosäuren bilden.

Die CAT-Transporter arbeiten passiv und transportieren in beide Richtungen. Bei den verschiedenen heterodimeren Aminosäuretransportern handelt es sich dagegen um obligate Aminosäureaustauscher, die nicht als Uniporter arbeiten können.
SLC6-Familie Sie enthält elektrogene Cotransporter von Na+, Cl und Neurotransmittern. Dazu gehören auch Na+-Aminosäure-Cotransporter und Na+-Osmolyt-Cotransporter.
Die wichtigsten Na+-Neurotransmitter-Cotransporter sind der -Aminobuttersäuretransporter (GAT, SLC6-A1), der Noradrenalintransporter (NET, SLC6-A2), der Dopamintransporter (DAT, SLC6-A3), der Serotonintransporter (SERT, SLC6-A4) und der Glycintransporter (GLYT2, SLC6-A5). Sie werden in den Nervenzellen exprimiert, die die entsprechenden Transmitter freisetzen. Indem sie zwei oder drei Natriumionen zusammen mit einem Neurotransmittermolekül und einem Chloridion transportieren, sorgen sie für die Beendigung der Nervenerregung an den Synapsen. Die Neurotransmittertransporter besitzen hohe Affinitäten gegenüber ihren spezifischen Substraten mit Km-Werten im submikromolaren Bereich. Sie sind der Angriffspunkt für psychogene Drogen.

Klinik

Viele Antidepressiva sind Hemmstoffe des SERT-Transporters. Depressionen gehen mit erniedrigten Serotoninkonzentrationen an serotonergen Synapsen im Gehirn einher. Durch Blockierung des SERT-Transporters werden die Serotoninkonzentrationen erhöht und die Depression vermindert. Als Nebenwirkungen können Ängste und sexuelle Funktionsstörungen auftreten.

MERKE

Aminosäuren passieren Zellmembranen mithilfe unterschiedlicher Aminosäuretransporter, die jeweils für bestimmte Gruppen von Aminosäuren zuständig sind. Die Aminosäuretransporter können passiv arbeiten, als obligate Aminosäureaustauscher, als Na+-Aminosäure-Cotransporter oder als H+-Aminosäure-Cotransporter. Die Wirkung vieler Neurotransmitter wird durch ihren Abtransport aus dem synaptischen Spalt durch Na+-Cl-Neurotransmitter-Cotransporter beendet.

Transporter für Nucleoside, Vitamine, Fettsäuren und Gallensäuren

Zu den im Darm mithilfe von Transportern aufgenommenen Nahrungsbestandteilen gehören neben Monosacchariden und Aminosäuren auch Nucleoside, Vitamine, Fettsäuren und Gallensäuren (Tab. 21.6).
Nucleosidtransporter Nucleoside überqueren Zellmembranen mithilfe von Na+-Cotransportern der SLC28-Familie und passiven Transportern der SLC29-Familie (Tab. 21.6). Die Transporter SLC28-A1 (CNT1) und SLC28-A2 (CTN2) befinden sich in der luminalen Membran von Enterozyten und Epithelzellen proximaler Tubuli. Dort vermitteln sie den ersten Schritt bei der Absorption bzw. Rückresorption von Pyrimidinnucleosiden (CTN1) und Purinnucleosiden (CTN2, Abb. 21-23). Die Na+-Cotransporter CTN1–3 transportieren natürlich vorkommende Nucleoside und nucleosidanaloge Substanzen, die als Medikamente bei Tumorbehandlungen und einigen anderen Krankheiten wie z.B. AIDS eingesetzt werden. Die passiven Nucleosidtransporter SLC29-A1 (ENT1) und SLC29-A2 (ENT2) sind ubiquitär exprimiert. Sie transportieren Pyrimidin- und Purinnucleoside und von Nucleosiden abgeleitete Medikamente. ENT2 transportiert z.B. das AIDS-Medikament 3'-Azido-3'-desoxythymidin (AZT). In Enterozyten und Epithelzellen proximaler Nierentubuli befinden sich ENT1 und ENT2 in der basolateralen Membran. Dort vermitteln sie den zweiten Schritt bei Absorption bzw. Rückresorption von Nucleosiden.
Transporter für Vitamine Vitamine müssen Zellmembranen überqueren, um im Darm resorbiert zu werden und in die Zellen zu gelangen. Die Transporter für Ascorbinsäure (Vitamin C), Thiamin (Vitamin B1) und Folat konnte man identifizieren. Sie gehören zu den Familien SLC23 und SLC19 (Tab. 21.6). Der Na+-Ascorbinsäure-Cotransporter SLC23-A1 oder SVCT1 befindet sich in der Bürstensaummembran von Enterozyten und Epithelzellen proximaler Nierentubuli (Abb. 21.23), während der Na+-Ascorbinsäure-Transporter SLC23-A2 oder SVCT2 in vielen Organen exprimiert ist. Beide Transporter befördern zwei Natriumionen zusammen mit einem Molekül L-Ascorbinsäure. Transporter für Folat (SLC19-A1 oder RFT) und Thiamin (ThTr1 oder SLC19-A2, ThTr2 oder SLC19-A3) sind in vielen Organen exprimiert und finden sich auch in blutbildenden Knochenmarkzellen und Tumorzellen. RFT und ThTr1 befinden sich in der luminalen Membran von Enterozyten (Abb. 21.23). RFT transportiert Folat im Austausch gegen OH, während ThTr1 und ThTr2 Thiamin-Protonen-Antiporter sind (Kap. 4 und 28Kap. 4Kap. 28).
Gallensäuretransporter Im Dünndarm werden Gallensäuren benötigt, um die mit der Nahrung aufgenommenen Fette zu emulgieren. Die Gallensäuren werden in der Leber synthetisiert und dann in die Galle ausgeschieden. Ein Teil der Gallensäuren rezirkuliert im enterohepatischen Kreislauf. Dabei werden die Gallensäuren mithilfe des Na+-Gallensäure-Cotransporters SLC10-A2 oder ASBT im Dünndarm absorbiert und durch den Na+-Gallensäure-Cotransporter SLC10-A1 oder NTCP in die Hepatozyten transportiert. ASBT ist in der Bürstensaummembran von Dünndarmepithelzellen und von Epithelzellen proximaler Nierentubuli lokalisiert. Eine Splice-Variante von ASBT sitzt in der basolateralen Membran der Enterozyten und vermittelt den Efflux der Gallensäuren in das Interstitium. NTCP befindet sich in der sinusoidalen Membran der Hepatozyten. Er transportiert die Gallensäuren in die Hepatozyten. Von dort aus werden sie über den ABC-Transporter BSEP (ABCB-11) in die Galle ausgeschieden (Tab. 21.3).
Fettsäuretransporter Langkettige Fettsäuren sind wichtige Metaboliten und haben in den Zellen regulierende Funktionen,
sie aktivieren z.B. die Protein-Kinase C und Transkriptionsfaktoren. Die Fettsäuren haben die Fähigkeit, langsam durch die Plasmamembran zu diffundieren. Für die schnelle Membranpassage benutzen sie jedoch passive Transporter der SL27-Familie (Tab. 21.6). Der insulinabhängige Fettsäuretransporter SLC27-A1 oder FATP1 findet sich in Zellmembranen von Fettzellen, Skelettmuskelzellen und Herzmuskelzellen. SLC27-A2 oder FATP2 ist in der luminalen Membran von Dünndarmepithelzellen lokalisiert (Kap. 7).

MERKE

Nucleoside werden im Dünndarm durch Na+-Cotransporter in der Bürstensaummembran und passive Transporter in der basolateralen Membran resorbiert. In der Bürstensaummembran der Enterozyten gibt es einen Na+-Cotransporter für Vitamin C, einen Folat-OH-Antiporter und einen Vitamin B1-H+-Antiporter.

Transporter für Protonen und anorganische Ionen

Protonen und anorganische Ionen nutzen neben ATPasen auch sekundär aktive und passive Transporter zur Überwindung von Zellmembranen. Sekundär aktive Transporter für Protonen, anorganische Kationen (Na+, K+, Ca2+, Fe2+, Mn2+, Co2+, Cd2+) und/oder anorganische Anionen (Cl, I) finden wir in den Familien SLC5, SLC8, SLC9, SLC11 und SLC12 (Tab. 21.4 und 21.7).
Na+-H+-Austauscher der SLC9-Familie werden in fast allen Zellen exprimiert. Es handelt sich um sekundär aktive, elektroneutrale Transporter. Diese Transporter besitzen einen langen C-terminalen intrazellulären Schwanz, der die Phosphorylierung und die intrazellulären Assoziationsproteine reguliert. Die SLC9-Familie enthält acht Transportersubtypen (SLC9-A1–8 oder NHE1–8). NHE1 wird nahezu in allen Zellen exprimiert und dient der Regulation des intrazellulären pH-Werts und der Osmoregulation. NHE3 findet sich in hohen Konzentrationen in den luminalen Membranen von Epithelzellen proximaler Tubuli und des Dünndarms. Im Dünndarm ist NHE3 an der Resorption von NaCl und Wasser beteiligt. In proximalen Nierentubuli spielt dieser Transporter eine wichtige Rolle bei der Natriumrückresorption und bei der Protonensekretion, die im proximalen Tubulus für die HCO3-Resorption erforderlich ist. NHE3 ist deshalb wichtig für den Säure-Basen-Haushalt und die Blutdruckregulation.
Die Na+-Ca2+-Austauscher gehören zu den Familien SLC8 und SLC24. Sie tauschen 3 extrazelluläre Na+-Ionen gegen 1 intrazelluläres Ca2+-Ion (SLC8) oder 4 extrazelluläre Na+-Ionen gegen 1 intrazelluläres Ca2+- und 1 intrazelluläres K+-Ion aus (SLC24).
Die Na+-K+-2Cl-Cotransporter NKCC2 (SLC12-A1) und NKCC1 (SLC12-A2) finden sich in Epithelien, die NaCl resorbieren oder sezernieren. In der Niere ist der Transporter NKCC2 an der Resorption von NaCl im geraden aufsteigenden Schenkel des distalen Tubulus beteiligt (Abb. 21.24a). NKCC1 ist in der basolateralen Membran von Epithelzellen der Trachea und des Pankreasgangs exprimiert. Er vermittelt die Cl-Aufnahme in Cl-sezernierenden Epithelzellen. Der Na+-Cl–-Cotransporter NCC (SLC12-A3) ermöglicht die NaCl-Rückresorption im gewundenen Anteil des distalen Tubulus (Abb. 21.24b). Zur SLC12-Familie gehören außerdem vier K+-Cl–-Cotransporter (KCC1–4 oder SLC12-A4–7). Diese Transporter spielen eine bedeutende Rolle bei der Volumenregulation von Zellen, bei der Aktivierung von Neuronen und Sinneszellen sowie bei der Hirnentwicklung.

Klinik

Mutationen im Transporter NKCC2 (SLC12-A1) führen zum Bartter-Syndrom, bei dem es zu renalem Natriumverlust, Hypotonie und Hypokaliämie kommt. Der Natriumverlust führt zu einer Verringerung der Flüssigkeitsmenge im Extrazellularraum und im Blut. Ein niedriger Blutdruck ist die Folge. Die Hypokaliämie entsteht, weil durch die Erhöhung der luminalen Na+-Konzentration die Kaliumsekretion im späten distalen Tubulus aktiviert wird (Abb. 21.10). Durch die erhöhte Natriumresorption über den Na+-Kanal ENaC wird die Na+-K+-ATPase aktiviert. Als Folge wird basal mehr K+ in die Zelle gepumpt, das über einen luminalen K+-Kanal in das Tubuluslumen gelangt.

Die SLC11-Familie mit H+-Cotransportern für Fe2+, Mn2+, Cd2+ und Co2+ enthält die Transporter NRAMP1 (SLC11-A1) und DMT1 (SLC11-A2). NRAMP1 wird in Makrophagen, neutrophilen Granulozyten und Kupffer'schen Sternzellen exprimiert und transportiert Mn2+ und Fe2+ aus den Phagolysosomen in das Zytosol. DMT1 findet sich in Plasmamembranen und Endosomen von Zellen vieler Organe. Im Dünndarm befindet sich DMT1 in der luminalen Membran der Enterozyten und vermittelt die Aufnahme von Fe2+. Die treibende Kraft für den Transport liefern der durch den Na+-H+-Austauscher erzeugte saure pH-Wert und das Membranpotenzial. Das in die Enterozyten aufgenommene Fe2+ gelangt mithilfe des IREG1(SLC40)-Transporters in der basolateralen Membran in das Interstitium. Mutationen im Fe2+-Exporter IREG1 verursachen eine besonders schwere Form der Hämochromatose (Kap. 25 und 28Kap. 25Kap. 28).
Die drei Zn2+-Transporter der SLC39-Familie (hZIP1, hZIP2 und hZIP4) sind in der Plasmamembran und in Membranen intrazellulärer Kompartimente lokalisiert. Sie transportieren Zn2+ in die Zellen hinein bzw. aus dem Lumen intrazellulärer Kompartimente in das Zytosol. Im Dünndarm findet man hZIP4 in der luminalen Membran der Enterozyten, wo es den ersten Schritt bei der Resorption von Zn2+ aus der Nahrung vermittelt. Mutationen in diesem Transporter führen zu einem Zinkmangel, der Hautentzündungen zur Folge hat (Acrodermatitis enteropathica, Kap. 28).
Der Na+-Iodid-Cotransporter NIS (SLC5-A5) gehört zur gleichen Familie wie der Na+-D-Glucose-Cotransporter SGLT1 (Tab. 21.4). NIS sitzt in der basolateralen Membran der Epithelzellen in Schilddrüsenfollikeln. Er vermittelt die Aufnahme von Iodid, das für die Synthese der Schilddrüsenhormone benötigt wird. Pendrin, ein Transporter aus der SLC26-Familie (SLC26-A4, Tab. 21.8) befindet sich in der luminalen Membran der Follikelepithelzellen und transportiert I aus den Zellen in den Follikel.

MERKE

Protonen, Na+, K+, Cl, I, Fe2+, Mn2+, Cd2+ und Co2+ werden sekundär aktiv über Cotransporter oder Antiporter durch die Zellmembranen transportiert. Der Na+-H+-Austauscher NHE3 spielt eine Schlüsselrolle bei der Regulierung des Säure-Basen-Haushalts durch die Niere, während der Na+-K+-2 Cl-Cotransporter NKCC2 für die Natriumrückresorption in der Niere eine zentrale Bedeutung hat.

Transporter für Bicarbonat, Phosphat und Sulfat

Die Resorption, Ausscheidung und Gewebsverteilung der kleinen organischen Anionen HCO3, PO42– und SO42– sind von großer physiologischer Bedeutung. Sie werden durch Austauscher und Cotransporter ermöglicht, deren Funktion dem Bedarf durch hormonelle Regulation angepasst wird. Über die Ausscheidung von Bicarbonat wird der Säure-Basen-Haushalt reguliert. Phosphat ist für den Knochenaufbau erforderlich, und Sulfat wird für die Sulfatierung von Glykoproteinen benötigt (Tab. 21.8).
Die HCO3–-Transporter gehören zur SLC4-Familie. Während die Transporter SLC4-A1 (AE1), SLC4-A2 (AE2) und SLC4-A3 (AE3) HCO3-Cl-Austauscher sind, handelt es sich bei den Transportern SLC4-A4 (NBCe1) und SLC4-A5 (NBCe2) um elektrogene Na+-HCO3-Cotransporter. Von den HCO3-Cl-Austauschern ist AE1 oder Bande 3 am besten untersucht. Dieser Transporter befindet sich in hoher Konzentration in der Plasmamembran von Erythrozyten. Er besitzt einen langen intrazellulären COOH-Terminus mit Assoziationsbereichen für Zytoskelettproteine, glykolytische Enzyme und Hämoglobin sowie einen intrazellulären NH2-Terminus, der mit dem Enzym Carboanhydrase II assoziiert. In peripheren Kapillaren diffundiert CO2 durch die Erythrozytenmembran und bildet mithilfe der intrazellulären Carboanhydrase II H2CO3, das in H+ und HCO3 zerfällt. Da HCO3 mithilfe des Transporters AE1 gegen Chlorid ausgetauscht wird, kommt es zu einer Ansäuerung des Zytosols (Abb. 21.25a). Diese Ansäuerung bewirkt aufgrund des Bohr-Effekts (Kap. 25) eine O2-Freisetzung von Hämoglobin. O2 diffundiert durch die Plasmamembran der Erythrozyten und gelangt in das Gewebe. In der Lunge wird CO2 abgeatmet und O2 aufgenommen. CO2 diffundiert passiv aus den Erythrozyten heraus, und intrazelluläres HCO3 wird mithilfe des Transporters AE1 gegen extrazelluläres Cl ausgetauscht. AE3 befindet sich in den basolateralen Membranen der Belegzellen des Magens und sorgt dafür, dass das durch die luminale Protonensekretion entstandene Bicarbonat aus der Zelle transportiert wird (Abb. 21.19).
Na+-Phosphat-Cotransporter gehören zu den Familien SLC34, SLC17 und SLC20 (Tab. 21.8). Die SLC34-Familie enthält die sog. Typ-II-Na+-HPO42–-Cotransporter NaPi-IIa (SLC34-A1), NaPi-IIb (SLC34-A2) und NaPi-IIc (SLC34-A3). NaPi-IIa befindet sich in Osteoklasten und in der Bürstensaummembran von Epithelzellen proximaler Nierentubuli. Er vermittelt den ersten Schritt bei der Phosphatrückresorption im proximalen Tubulus. Er transportiert drei Natriumionen zusammen mit einem zweifach negativ geladenen Phosphation (HPO42–). NaPi-IIc ist ausschließlich in der Niere exprimiert und befindet sich dort in der Bürstensaummembran von marknahen proximalen Tubuli. Die Phosphatrückresorption in der Niere wird durch Parathormon und phosphatarme Diät hochreguliert. Dabei wird die Menge von NaPi-IIa und NaPi-IIb in der Bürstensaummembran proximaler Tubuli erhöht, indem die Endozytose dieser Transporter verlangsamt wird. NaPi-IIb wird in Dünndarm, Lunge, Leber, Hoden und Brustdrüse exprimiert. In den Enterozyten des Dünndarms ist NaPi-IIb in der Bürstensaummembran lokalisiert und steuert dort die Phosphatabsorption. Diese steigt im Dünndarm bei phosphatarmer Diät und durch 1,25-(OH)2-Vitamin D3.
In der Bürstensaummembran proximaler Nierentubuli ist außerdem der niederaffine Typ-I-Na+-Phosphat-Cotransporter NAPi-I aus der SLC17-Familie exprimiert, der eine Kanalaktivität für Chlorid aufweist. Weitere sog. Typ-III-Na+-Phosphat-Cotransporter (SLC20-A1 oder Pit-1, SLC20-A2 oder Pit-2) gibt es in der SLC20-Familie. Diese Transporter arbeiten im Knochenmark, im Herzen und in basolateralen Membranen von Epithelzellen. Sie funktionieren ebenfalls elektrogen und sind für die zelluläre Aufnahme von Phosphat verantwortlich.
Die Sulfattransporter gehören zu den Familien SLC13 und SLC26. Die SLC13-Familie enthält zwei Na+-Sulfat-Cotransporter (NaS1 oder SLC13-A1, NaS2 oder SLC13-A4). NaS1 befindet sich in der Bürstensaummembran von Dünndarmepithelzellen und Epithelzellen des proximalen Tubulus. Dieses Protein transportiert drei Natriumionen zusammen mit einem doppelt negativ geladenen Sulfation. NaS1 vermittelt den ersten Schritt für die Resorption von Sulfat im Darm bzw. für die Rückresorption von Sulfat im proximalen Tubulus. Die Sulfattransporter der Familie SLC26 sind passive Transporter oder Anionenaustauscher. SLC26-A1 oder Sat-1 ist in Leber und Niere exprimiert. Die Aktivität von Sat-1 wird durch extrazelluläres Cl stimuliert. SLC26-A2 oder DTDST (dystrophic dysplasia sulfate transporter) ist ubiquitär exprimiert und wurde in Chondrozyten nachgewiesen. Seine Aktivität wird durch extrazelluläres Cl gehemmt. SLC26-A3 oder DRA (downregulated in adenoma) befindet sich in luminalen Membranen von Epithelzellen im Duodenum und Kolon.

MERKE

HCO3-Cl-Austauscher und Na+-HCO3-Cotransporter ermöglichen die Rückresorption und Sekretion von Bicarbonat in der Niere. Über die Funktion dieser Transporter wird der Säure-Basen-Haushalt geregelt. Mithilfe von Na+-Cotransportern werden Phosphat und Sulfat im Dünndarm aufgenommen und in der Niere aus dem Primärharn rückresorbiert. Parathormon erhöht die Rückresorption von Phosphat in der Niere, während Vitamin D3 die Phosphatabsorption im Darm erhöht.

Passive und sekundär aktive Arzneimitteltransporter

Die bisher beschriebenen passiven und sekundär aktiven Transporter sind jeweils für Substanzen sehr ähnlicher chemischer Struktur zuständig. Man bezeichnet sie als spezifisch oder besser als oligospezifisch. Transporter der Familien SLC15, SLC21, SLC22 und MATE transportieren Gruppen von Substanzen sehr unterschiedlicher Struktur. Wir nennen sie polyspezifisch. Diese Transporter sind an der Resorption, Ausscheidung und Gewebsverteilung von Nahrungsstoffen und Metaboliten beteiligt. Sie haben große medizinische Bedeutung, da sie für die Resorption der meisten Arzneimittel im Darm und für deren Ausscheidung in Leber und/oder Niere verantwortlich sind (Tab. 21.9, Kap. 28).
Die Peptidtransporter in Dünndarm und Niere gehören zur SLC15-Familie. Diese enthält zwei elektrogene H+-Cotransporter, die Dipeptide, Tripeptide und viele Medikamente transportieren. Es handelt sich um die Transporter PEPT1 (SLC15-A1) und PEPT2 (SLC15-A2), die zur Superfamilie POT (protein-coupled oligopeptide transporters) gehören. PEPT1 befindet sich in der luminalen Membran von Dünndarmepithelzellen und transportiert neutrale und basische Peptide zusammen mit einem Proton sowie negativ geladene Peptide zusammen mit zwei Protonen. In der Zelle werden diese Peptide dann entweder durch intrazelluläre Hydrolasen gespalten und dann durch Aminosäuretransporter der basolateralen Membran in das Interstitium befördert oder durch einen bisher nicht molekular identifizierten Peptidtransporter in der basolateralen Membran aus den Enterozyten heraustransportiert. PEPT2 transportiert die gleichen Peptide wie PEPT1, besitzt aber eine für die meisten Peptide höhere Affinität.
Die organischen Kationentransporter gehören zur SLC22-Familie, die ein Mitglied der Superfamilie MFS (major facilitator superfamily) ist. Man unterscheidet OCT-Transporter (organic cation transporter) und OCTN-Transporter (organic cation transporter new). Die OCT-Transporter befördern endogene Kationen wie Cholin und Monoaminneurotransmitter sowie viele Medikamente und Umweltgifte. Zu den transportierten Medikamenten gehören der Histaminrezeptorantagonist Cimetidin, das Antidiabetikum Metformin und das Zytostatikum Cisplatin. Die OCTs transportieren elektrogen in beide Richtungen und können als Uniporter arbeiten. OCT1 (SLC22-A1) wird am stärksten in den basolateralen Membranen von Leberzellen exprimiert und vermittelt dort den ersten Schritt bei der Ausscheidung von positiv geladenen Medikamenten (Abb. 21.26). OCT2 (SLC22-A2) befindet sich in der basolateralen Membran von Epithelzellen des proximalen Nierentubulus und ist für den ersten Schritt bei der renalen Ausscheidung von kationischen Medikamenten in der Niere verantwortlich. Die OCTN-Subfamilie enthält Transporter für Kationen und das Zwitterion Carnitin. OCTN2 (SLC22-A5) ist ein Na+-Carnitin-Cotransporter, der auch organische Kationen transportiert. Er spielt für die -Oxidation von Fettsäuren eine wichtige Rolle, insbesondere in quergestreiften Muskelzellen (Kap. 7.2.2), denn Herz- und Skelettmuskelzellen sind auf die Carnitinaufnahme aus dem Blut angewiesen. Bei Defektmutationen von OCTN2 kommt es zum Krankheitsbild des systemischen Carnitinmangels mit vermehrter Carnitinausscheidung in der Niere und Verfettung von Skelett- und Herzmuskelzellen. Mutationsanalysen in OCT1, OCT2 und OCTN2 ergaben, dass diese polyspezifischen Transporter eine Substratbindungsregion besitzen, in der mehrere Substrate gleichzeitig binden. Die Tertiärstruktur von OCT1 hat man anhand der durch Röntgenanalyse aufgeklärten Struktur eines bakteriellen Transporters modelliert, der zur gleichen Superfamilie gehört (Abb. 21.27).
Viele negativ geladene Metaboliten und Medikamente werden mithilfe polyspezifischer organischer Anionentransporter im Darm absorbiert und in der Leber und der Niere ausgeschieden. Diese Transporter gehören zur Familie SLC21 und zur OAT-Subfamilie der Familie SLC22. In der sinusoidalen Membran der Hepatozyten befinden sich die Transporter SLC21-A6, -A8 und -A9 (Abb. 21.26). Die OAT-Subfamilie der SLC22-Familie enthält sechs polyspezifische Transporter, die endogene organische Anionen, anionische Medikamente und anionische Xenobiotika transportieren. Zu den endogenen Substraten gehören zyklische Nucleotide, Prostaglandine und Harnsäure. Medikamente, die von OATs transportiert werden, sind z.B. Antibiotika, nichtsteroidale Entzündungshemmer, Diuretika und Zytostatika. OAT1 (SLC22-A6), OAT2 (SLC22-A7) und OAT3 (SLC22-A8) sind in der basolateralen Membran proximaler Nierentubuli lokalisiert. Sie vermitteln den ersten Schritt bei der Sekretion von organischen Anionen in den proximalen Tubulus, also die Aufnahme der Anionen aus dem Interstitium in die Epithelzelle. OAT4 (SLC22-A11) befindet sich in der luminalen Membran proximaler Nierentubuli und sorgt für den Efflux von Anionen aus den Tubulusepithelzellen in das Tubuluslumen. OAT2 (SLC22-A7) ist zudem in basolateralen Membranen von Leberzellen exprimiert (Abb. 21.26). Das negative Membranpotenzial bei der Aufnahme von Anionen in Zellen überwinden die Transporter OAT1 und OAT3, indem sie die Aufnahme von zwei einwertigen Anionen mit dem Auswärtstransport von zweiwertigen Anionen (z.B. -Ketoglutarat) koppeln. Letztere entstehen beim Stoffwechsel.

MERKE

Neben primär aktiven ABC-Transportern, die Arzneimittel aus Zellen herauspumpen, gibt es passive und sekundär aktive Arzneimitteltransporter. Diese sind für die Absorption und Ausscheidung der meisten Arzneimittel verantwortlich. Es handelt sich um polyspezifische H+-Peptid-Cotransporter, passive Transporter für organische Kationen, Austauscher für organische Kationen gegen Protonen, passive Transporter für organische Anionen und Austauscher von organischen Anionen.

ZUSAMMENFASSUNG

Die Phospholipiddoppelschicht der Plasmamembran hat eine sehr geringe Leitfähigkeit gegenüber Ionen, hydrophilen Nährstoffen, hydrophilen Metaboliten und Wasser. Die Passage hydrophiler Stoffe durch die Plasmamembran erfolgt durch Ionenkanäle, Poren und Transportproteine. Die in jeder Zelle exprimierte Na+-K+-ATPase erzeugt einen zellauswärts gerichteten K+-Gradienten und einen zelleinwärts gerichteten Na+-Gradienten. Da die Kaliumpermeabilität der Plasmamembran ruhender Zellen aufgrund der offenen Kaliumkanäle in der Regel viel höher ist als die Permeabilitäten für Na+, Cl und andere Ionen, strömt K+ aus den Zellen heraus und erzeugt ein negatives Membranpotenzial, das man mithilfe der Nernst-Gleichung berechnen kann.

Ionenkanäle sind integrale Membranproteine, die einen hydrophilen Kanal durch die Membran bilden, der geschlossen oder geöffnet sein kann. Sie besitzen Selektionsfilter, durch die nur bestimmte Ionen durchgelassen werden. Die Öffnung der Kanäle kann durch Veränderung des Membranpotenzials, durch Druck und durch Bindung extrazellulärer oder intrazellulärer Liganden erfolgen. Nach der Öffnung der Kanäle gehen diese häufig automatisch in einen ge- schlossenen, kurzzeitig nicht aktivierbaren Zustand über. Kanäle ermöglichen einen passiven Ionenausgleich, für den die treibende Kraft die elektrochemische Potenzialdifferenz über die Plasmamembran ist. Dabei kann ein gegensinnig gerichtetes Membranpotenzial mithilfe einer hohen Konzentrationsdifferenz des Ions überwunden werden. Durch ein gleichsinnig gerichtetes Membranpotenzial können Ionen angereichert werden. Poren bilden Kanäle in integralen Membranproteinen, die Moleküle definierter Größe durchlassen und deren Funktion in der Zelle über die Zahl der in die Plasmamembran eingebauten Moleküle reguliert wird.

Transporter sind integrale Membranproteine mit einer ähnlichen Tertiärstruktur wie die Ionenkanäle. Im Gegensatz zu den Kanälen ist der Transportweg in der Regel nie offen. Transporter besitzen innerhalb des Transportwegs eine Bindungsstelle für ihr Substrat, die entweder von der extra- oder der intrazellulären Seite her zugänglich ist. Die Substratbindung induziert eine Konformationsänderung, durch die das Substrat auf die andere Seite der Plasmamembran befördert wird. Primär aktive Transporter sind ATPasen, welche die aus der ATP-Spaltung gelieferte Energie benutzen, um ihre Substrate anzureichern. Sekundär aktive Transporter benutzen dazu Gradienten von Na+- oder H+-Ionen. Passive Transporter vermitteln wie die Kanäle einen Konzentrationsausgleich ihrer Substrate.

Die Mehrzahl der im menschlichen Genom vorhandenen Kanäle, Poren und Transporter wurde in den letzten Jahren kloniert, funktionell charakterisiert und im Gewebe lokalisiert. Dies ermöglichte ein breites Verständnis ihrer physiologischen Funktionen. Mutationen in Kanälen und Transportern wurden als Ursache vieler Krankheiten identifiziert und die Wirkungsweise zahlreicher Medikamente kann auf die Hemmung von spezifischen Kanälen oder Transportern zurückgeführt werden.

Fragen

  • 1.

    Sie haben Liposomen mit dem Kaliumionophor Valinomycin in der Lipidmembran hergestellt und mit 100 mmol L–1 KCl gefüllt. Bitte berechnen Sie, welches Membranpotenzial sich einstellt, wenn Sie die Liposomen in eine Lösung geben, die 10 mmol L–1 KCl und 90 mmol L–1 NaCl enthält.

  • 2.

    Worin bestehen die Unterschiede zwischen einem Ionenkanal und einem passiven Transporter?

  • 3.

    In einer neu hergestellten Zelllinie entdecken Sie durch elektrische Messungen eine hohe Leitfähigkeit für Na+. Wie stellen Sie fest, ob die Zelle einen Na+-Kanal enthält, und wie identifizieren Sie den Kanal?

  • 4.

    Wie unterscheiden sich die Transporter GLUT2 und GLUT4?

  • 5.

    Nennen Sie vier Transporterfamilien mit polyspezifischen Arzneimitteltransportern, und beschreiben Sie die unterschiedlichen Transportmechanismen einzelner Transporter.

  • 6.

    Welche Transporter sind an der Resorption von Aminosäuren im Dünndarm beteiligt, wie sind sie aufgebaut, und wie arbeiten sie?

  • 7.

    Wie wird Glutamat aus dem synaptischen Spalt glutaminerger Synapsen entfernt, und wie werden die präsynaptischen Vesikel wieder mit Glutamat aufgefüllt?

  • 8.

    Erklären Sie den Mechanismus, durch den Digitalis die Schlagkraft des Herzens erhöht.

  • 9.

    Sie haben einen Patienten mit Hypotonie und möchten herausfinden, ob ein Bartter-Syndrom vorliegt. Wie gehen Sie vor?

025 IMPP-Fragen

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