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B978-3-437-43690-1.10019-1

10.1016/B978-3-437-43690-1.10019-1

978-3-437-43690-1

Übersicht über relative Größen von Zytoskelettfilamenten und Vergleich mit anderen Proteinen.

Grundstruktur von Intermediärfilamenten.

a) Schematische Struktur von Intermediärfilamentproteinen mit ihrer zentralen Coiled-coil-Struktur. Die Orientierung, N- zu C-Terminus, ist durch einen Pfeil angedeutet.

b) Im Tetramer ordnen sich zwei Dimere antiparallel an und polymerisieren je nach dem spezifischen Assemblierungstypus zu ca. 10 nm dicken Filamenten.

Vimentinzytoskelett einer BSC-1-Zellkulturzelle. Vimentin-IF (grün) ziehen sich als Netzwerk durch die Zellen (Kerne: blau).

Actin in der Zelle. Actinfilamente können in der Zelle verschiedene Erscheinungsformen haben.

a) Fibroblast mit Actinkabeln (Stress fibres oder Stressfasern).

b) Keratinozyten, die einen Kortex aus F-Actin (grün) unter der Zellmembran aufweisen (blau: Kerne).

Aufbau von Actinfilamenten (F-Actin) aus Actinuntereinheiten (G-Actin).

a) Im Strukturmodell von G-Actin sind die vierlappige Struktur des Moleküls und das zentrale ATP sichtbar.

b) Elektronenmikroskopische Aufnahme eines Actinfilaments, das in der oberen Hälfte mit Myosin dekoriert ist.

c) ATP-Actin lagert sich vorzugsweise am Plusende (unten) an, während ADP-Actin leicht dissoziiert.

Regulation des Actinzytoskeletts. Die Viskosität des Zytoplasmas in eukaryontischen Zellen wird wesentlich durch die Zustandsform des Actins bestimmt. Verschiedene Actininteraktoren regulieren das Gleichgewicht von G- und F-Actin. Monomerbindende Proteine entfernen freies G-Actin aus dem chemischen Gleichgewicht und reduzieren so die Konzentration von F-Actin. Zerbrechende (Severing) Proteine greifen F-Actin an und brechen die Filamente auseinander. Bündelnde Proteine verbinden F-Actin lateral und bewirken so den Aufbau dicker Stressfasern. Vernetzende Faktoren machen das gelierte F-Actin-Netzwerk härter. Endbindende Proteine können F-Actin nucleieren (entweder frei, wie Formine, oder lateral an bestehenden Filamenten, wie der ARP2/3-Komplex) oder die weitere Polymerisation bzw. Depolymerisation unterbinden (Capping-Proteine, wie CapZ und Tropomodulin, Kap. 19.2.1).

Modell der Apr2/3-Struktur und Funktion. Im elektronenmikroskopischen Bild sind Actinfilamente zu erkennen, die im Winkel von 70 voneinander abzweigen. Hineinmodelliert sind die Strukturen von Actin und des Arp2/3-Komplexes, der aus den actinverwandten Proteinen (Actin-related protein) Arp2, Arp3 und fünf zusätzlichen Proteinkomponenten besteht.

Einfluss von kleinen GTPasen auf das Actinzytoskelett. Je nach Signalkaskadenkette werden durch die kleinen GTPasen Rho, Rac und Cdc42 andere Organisationsformen von Actin induziert. Verschiedene Zelltypen können auch andere Reaktionen als die abgebildete zeigen.

Fortbewegung von Fibroblasten in der extrazellulären Matrix. Ein spindelförmiger Fibroblast wandert durch das Netzwerk aus Kollagenfasern, indem er am vorderen Zellrand Pseudopodien aussendet, die neue Anheftungspunkte mit der extrazellulären Matrix ausbilden. Der Vorschub wird durch einen lokalisierten, Arp2/3-vermittelten Actinpolymerisationsdruck bewirkt. Im Zellzentrum kontrahieren die Actin-Stressfasern und ziehen so das rückwärtige Ende der Zelle nach. Dort ist eine Auflösung alter Fokalkontakte erforderlich.

Mikrotubulizytoskelett in Zellkulturzellen. Mikrotubuli sind hier durch fluoreszierende Antikörper rot gefärbt, Zellkerne durch einen DNA-Farbstoff blau. In Keratinozyten (a) und Fibroblasten (b) entspringen die Mikrotubuli aus Zentriolen in der Nähe des Zellkerns und ziehen sich als lange Filamente in die Peripherie der Zelle.

Modell des molekularen Aufbaus von Tubulin.

a) Bändermodell der Tubulin-- und --Untereinheiten. Die möglichen posttranslationalen Modifikationen sowie die Orientierung im Mikrotubulus-Hohlzylinder sind angedeutet.

b) Die relative Lage von - und -Untereinheit ändert sich durch GTP-Hydrolyse am -Tubulin und äußert sich in einer Winkeländerung zwischen den beiden Untereinheiten.

Aufbau von Mikrotubuli. Tubulindimere (blaues Bändermodell) liegen im Mikrotubulus linear hintereinander in sog. Protofilamenten. Typischerweise lagern sich 13 Protofilamente zu einem Hohlzylinder zusammen und bilden so eine Röhre. Das Ende mit exponierten -Untereinheiten (im Bild vorn) baut sich dynamisch auf und ab und wird Plusende genannt.

Dynamik von Mikrotubuli. GTP-beladene -Untereinheiten führen aufgrund der eher linearen - und -Anordnung zu geraden Protofilamenten, die sich leicht zu Tubuli zusammenfügen (a). Nach GTP-Hydrolyse baut sich aufgrund des größeren Winkels zwischen der - und der -Untereinheit eine Spannung auf, die zum Aufrollen und Aufbrechen der Röhren führt (b).

Rolle von Mikrotubuli in der Mitose. Die mitotische Spindel besteht aus zwei funktionellen Gruppen von Mikrotubuli, den Spindelmikrotubuli (blau) und den Kinetochormikrotubuli (gelb). Entwicklung und Bewegung der Spindel werden durch Kräfte (rote Pfeile) aus der Polymerisation von Mikrotubuli und aus Motorproteinen (grün) erzeugt.

Angriffspunkte für pharmakologisch wirksame Agenzien. Die drei Klassen pharmakologisch wirksamer Substanzen greifen an unterschiedlichen Mikrotubulusstellen an. Die zytostatische Wirkung ist dosisabhängig und muss (wie am Beispiel von Taxol gezeigt) so eingestellt werden, dass die Kontrollpunkte des Zellzyklus spezifisch mit möglichst wenig Nebenwirkungen getroffen werden.

Aufbau von Skelettmuskeln. Muskeln sind Bündel von mehrkernigen Muskelzellen. Die Muskelzellen enthalten Myofibrillen, die aus aneinandergereihten kontraktilen Einheiten bestehen, den Sarkomeren. Die Sarkomere weisen wiederum eine quergestreifte Struktur auf, die in Z-Scheiben, M-Linien, A- und I-Banden aufgeteilt wird. Im Querschnitt zeigt sich eine hexagonale Anordnung der einzelnen Filamente.

Proteinkomponenten des Sarkomers.

Lage wichtiger Muskelstrukturproteine. Myofibrillen sind im Sarcolemma über Actin und den Dystroglykankomplex verankert, der wiederum in der extrazellulären Basallamina aufgehängt ist. Untereinander (und teilweise auch mit der Membran) sind die Myofibrillen durch das Intermediärfilament Desmin verbunden.

Modell dicker Filamente. Rekonstruktionen aus der Elektronenmikroskopie, Röntgenstreuungsexperimenten und anderen Methoden lassen erkennen, dass sich die lang gestreckten C-terminalen Proteinbereiche von Myosin II zu dicken, stabförmigen Filamenten zusammenlagern (rot-hellrot), aus denen die Myosinköpfe herausragen. Die dünnen Filamente sind gelb angedeutet.

Kontraktion von Sarkomeren. Bei der Kontraktion des Muskels verkürzen sich die Sarkomere. Während die Länge der A-Bande während der Kontraktion gleich bleibt, scheint sich die I-Bande zu verkürzen. Dies liegt daran, dass die dünnen Filamente zwischen die dicken gezogen werden.

Kinetischer Zyklus von Muskelmyosin. Die Myosinköpfchen können ATP-Hydrolyseenergie benutzen, um eine 5–10 nm große Konformationsänderung zu erzeugen, die wie ein Ruderschlag wirkt. Die exakte Kopplung zwischen Ruderschlag und ADP-Dissoziation ist noch umstritten. Gezeigt ist jeweils nur ein Myosinkopf.

Tropomyosin und Troponin. Tropomyosin ist ein filamentöses Protein, das sich um die Actinfilamente legt (gelb). Durch Ca2+-Influx in die Muskelzelle schiebt Troponin (grün) die Tropomyosinfilamente stufenweise zur Seite (blau und rot), wodurch die anfänglich abgedeckten Myosinbindestellen auf dem Actinfilament zugänglich werden.

Muskelkontraktion im glatten Muskel. Myosin II aus glattem Muskel wird nicht über Tropomyosinbewegung aktiviert, sondern durch die MLCK, die es an seiner regulatorischen leichten Kette (RLC) phosphoryliert. Phosphomyosin II kann an F-Actin binden und einen ATPase-Zyklus nach dem Lymn-Taylor-Schema durchlaufen. Es kann durch Dephosphorylierung mittels der MLCP inaktiviert werden. Da Myosin II aus glattem Muskel lange im Actin-Myosin-ADP-Zustand verweilt, kann auch hier die MLCP angreifen und einen sehr langlebigen Zustand bewirken (untere Alternative).

Aufbau von Zilien und Axonemen.

a) Schematischer Zilienaufbau

b) Im elektronenmikroskopischen Querschnitt wird die 9+2-Struktur der Axoneme deutlich.

c) Der vergrößerte Teil zeigt eine Mikrotubulusdublette, an der Dyneine verankert sind. ODA Außenarmdynein, IDA Innenarmdynein, RS Radialspeiche.

d) Die Schemazeichnungen zeigen Quer- und Längsansichten der Mikrotubulus-Dynein-Komplexe.

Elektronenmikroskopisches Bild von PCD-Patientenzilien (a) und normalen Zilien (b). Die Pfeile markieren die Lage der äußeren Dyneinarme.

Intraflagellarer Transport zwischen Basalkörper und Spitze der Zilie. Die Zilie bildet sich auf dem Basalkörper, einer 9+0-Struktur mit Tripelmikrotubuli wie in Zentriolen. Alle Mikrotubulus-Plusenden sind zur Zilienspitze orientiert, wo die Mikrotubuli verlängert werden. Ein anterograder Transport, der durch Kinesin-2-Motoren vermittelt wird, bewegt große Protein-Flöße mit vielen Dutzend Komponenten an das distale Zilienende. Der Rücktransport erfolgt durch Dyneinmotoren.

Modell der Dyneinstruktur und Funktion. Dynein ist ein riesiges Molekül, das einen zentralen Ring aus sieben Teilen besitzt, an dem zwei große Anhänge (Stiel und Stamm) vorhanden sind. Der Stiel bindet an Mikrotubuli, der Stamm ist in vivo im A-Mikrotubulus verankert. Je nach Beladung mit ADP-Pi oder ohne Nucleotid ändert sich die Konformation des Rings, was die Bewegung erzeugen könnte.

Modell für zytoplasmatisches Dynein. Zytoplasmatisches Dynein besteht aus zwei schweren Ketten, die Motoraktivität tragen, und diversen kürzeren Polypeptidketten. Es benötigt den Kontakt zu Dynactin, um Motorfunktion erfüllen zu können und am richtigen Ort in der Zelle verankert zu werden. Dynactin erscheint in elektronenmikroskopischen Bildern als pfeilartige Struktur. Die filamentöse Basis (Minifilament) besteht aus sieben Untereinheiten eines actinverwandten Proteins (Arp1, Actin-related protein-1), die durch weitere, filamentstabilisierende Proteine begleitet sind.

Modell des konventionellen Kinesins. Zwei schwere Kinesinpolypeptidketten bilden das funktionelle Rückgrat des Motors, der mit beiden Motorköpfchen abwechselnd schreitend zum Plusende der Mikrotubuli wandert.

Laufmechanismus von Kinesin-1.

Prinzipien der molekularen Motoren Myosin, Dynein und Kinesin. Alle drei bekannten Klassen von Zytoskelettmotoren benutzen die Energie von ATP für die Bewegung und setzen sie auf unterschiedliche Weise in Konformationsänderungen um, die einen Vorschub bewirken.

IF-Gruppen und ihre Vertreter

Tab. 19.1
Intermediärfilament zugrunde liegende Proteine Vorkommen
Keratin (synonym: Zytokeratin) saure Zytokeratine, basische Zytokeratine Haut, Epithelien
Vimentin Vimentin Mesenchymzellen (Fibroblasten, Fett-, Knorpel-, Knochenzellen)
Neurofilamente leichte, mittlere und schwere Neurofilamentproteine (NF-L, NF-M und NF-H) Neuronen
GFAP GFAP (glial fibrillary acidic protein) Astrogliazellen
Desmin Desmin Muskelzellen
Lamin Lamin A/C Zellkernhülle

Verteilung von Actinisoformen

Tab. 19.2
Actinisoform Verbreitung Genname, bekannte Krankheiten
-Actin verbreitet in Nichtmuskelzellen ACTB
1-Actin verbreitet in Nichtmuskelzellen ACTG1, Hörverlust und Taubheit
1-Actin Skelettmuskel ACTA1, nemaline Myopathie
-cardiac-Actin Herzmuskel ACTC, Kardiomyopathie
2-enteric-Actin glatter Muskel ACTG2
2-Actin glatter Muskel ACTA2

Zellstrukturen, die Bewegung einleiten

Tab. 19.3
Struktur Morphologie Funktion
Bläschen (Blebbs), Kräuselungen (Ruffles) lokale und kurzlebige Bläschen und Runzeln der Zellmembran Ablösen der Zellmembran vom Actinkortex; Initiation von anderen Zellausstülpungen
Lamellipodium flache Randstrukturen von Zellen auf Oberflächen, in denen sich kortikales Actin vorschiebt Bewegung auf zweidimensionalen Oberflächen
Filopodium lange, nadelartige Zellauswüchse, die mit Actinbündeln gefüllt sind Sondieren der Umgebung
Pseudopodium kräftige, fingerartige Zellauswüchse, die von Actin vorgeschoben werden Bewegung in (dreidimensionalen) Zell-Matrix-Netzwerken

Myopathien, die auf defekten Muskel-Strukturproteinen beruhen

Tab. 19.4
betroffenes Muskelprotein physiologische Funktion Myopathie
Muskeldystrophien
Dystrophin Komponente des Dystroglykankomplexes Duchenne-/Becker-Muskeldystrophie
Lamine A und C Stabilität der Kernmembran? Emery-Dreifuss-Muskeldystrophie
Sarkoglykan Komponente des Dystroglykankomplexes Gliedergürtelmuskeldystrophien
distale Myopathien
Titin elastische Verbindung zwischen M- und Z-Linie tibiale Muskeldystrophie
Myosin II (schwere Kette) Muskelmotorprotein dominante Einschlusskörperchenmyopathie
Desmin Intermediärfilament zwischen Z-Linien desminabhängige Myopathie
kongenitale Myopathien
Nebulin Kontrolle der Länge der I-Bande nemaline Myopathie
-Actin dünne Filamente dto.
Tropomyosin Aktivierung des Skelettmuskels dto.
Laminin 2 (Merosin), Kollagen VI Komponenten der Basallamina kongenitale Muskeldystrophie
Integrin 7 ECM-Verankerung dto.

Zellarchitektur und Motilität

G. Woehlke

  • 19.1

    Zytoskelett 548

  • 19.1.1

    Intermediärfilamente548

  • 19.1.2

    Actinfilamente550

  • 19.1.3

    Zellwanderung554

  • 19.1.4

    Mikrotubuli556

  • 19.2

    Molekulare Motoren 561

  • 19.2.1

    Muskelkontraktion561

  • 19.2.2

    Mikrotubuliabhängige Motorproteine568

Praxisfall

Michael ist 14 und seit einem Jahr an den Rollstuhl gefesselt. Als Dreijähriger fiel zunächst auf, dass er beim Wettrennen mit seinen Freunden nicht mitkam. Seine Eltern bemerkten auch, dass er beim Treppensteigen zunehmend mehr Mühe hatte. Der Hausarzt erkannte Michaels Muskelschwäche und überwies ihn an die Universitätsklinik, wo genetische Tests durchgeführt wurden. Die PCR mit Leukozyten-DNA zeigte eine Deletion im Exon 46 des Dystrophin-Gens, und es wurde so zur Gewissheit, dass Michael an der bis heute unheilbaren Duchenne-Muskeldystrophie leidet. Das Dystrophin-Gen liegt auf dem X-Chromosom. Bei Jungen gibt es daher kein zweites, intaktes Allel des Gens, das den vom verkürzten und vom Körper degradierten Dystrophin verursachten Defekt kompensieren könnte.

Die Duchenne-Muskeldystrophie ist eine der häufigsten genetisch bedingten Krankheiten und tritt bei etwa einem von 3500 Jungen auf. Das Dystrophin-Gen ist mit 2,6 Mio. Basenpaaren das längste im menschlichen Genom gefundene Gen. Es besteht aus 79 Exons und 78 Introns, die über 99% des Gens ausmachen. Daher ist das Gen relativ anfällig für spontane Mutationen (ca. 25% der Betroffenen). Wie bei Michael zeigt sich aber in den meisten Fällen, dass die Mutter eine Überträgerin (Konduktorin) ist, die wegen des zweiten X-Chromosoms bei Frauen selbst keine Symptome aufweist.

Dystrophin ist als strukturelle Schlüsselkomponente von Muskeln daran beteiligt, die Sarkomere in der Zellmembran von Muskeln zu verankern. Extrazelluläre Bindepartner halten diese Kontaktstrukturen im Gewebe. Fehlt Dystrophin im Muskel, degeneriert er mit der Zeit, und die zerstörten Muskelfasern werden durch Bindegewebe ersetzt (Fibrose). Bis heute gibt es zwar diverse Ideen und Versuche, die Duchenne-Muskeldystrophie mittels Genreparatur, Stammzelltherapie und anderer Mittel zu heilen, aber keiner dieser Ansätze ist bisher klinisch einsetzbar. Daher hat Michael eine niedrige Lebenserwartung und wird voraussichtlich im frühen Erwachsenenalter sterben, wenn Atem- und Herzmuskulatur degenerieren.

Zur Orientierung

Eukaryontische Zellen besitzen verschiedene intrazelluläre Filamentsysteme, von denen die meisten einem von drei Haupttypen zugeordnet werden können. Man unterscheidet der Dicke nach Actinfilamente (etwa 6 nm Dicke), Intermediärfilamente (10 nm) und Mikrotubuli (24 nm). Abb. 19.1 zeigt einen Größenvergleich von wichtigen Makromolekülen der Zelle mit Zytoskelettproteinen. Die verschiedenen Filamentsysteme weisen unterschiedliche biophysikalische Eigenschaften auf und dienen

  • zur Erzeugung von Zugfestigkeit einer Zelle

  • zur Erzeugung lokaler Viskositätsänderungen, die für Zellmotilität wichtig sind

  • als Verankerung von Zell-Zell- oder Zell-Matrix-Kontaktpunkten

  • als Transportwege innerhalb der Zelle

Aktive Beweglichkeit ist ein auffälliges Merkmal von Lebewesen. Bei Wirbeltieren geschieht die Fortbewegung mit Muskelarbeit, die auf der Bewegung des Motorproteins Myosin entlang von Actinfilamenten beruht. Einzellige Eukaryonten bewegen sich durch Zilien- oder Geißelschläge, die durch Bewegung von Motoren der Dynein-Proteinfamilie entlang von Mikrotubuli erzeugt werden. Dieselben molekularen Mechanismen wie bei einzelligen Lebewesen erzeugen beim Menschen die Bewegung von Spermien, und auch Flimmerepithelien funktionieren auf molekularer Ebene prinzipiell nach gleichen Mustern.

Zum Themenkomplex Bewegung und molekulare Motoren gehören auch intrazelluläre Bewegungsphänomene. Neuronen sind z.T. extrem lang gestreckte Zellen, deren distale Enden durch einen aktiven, von Mikrotubuli abhängigenTransport versorgt werden. Auch die Aufnahme von extrazellulären Komponenten (Endozytose), z.B. zur Vernichtung von infektiösen Erregern durch Makrophagen, braucht Motorproteine. Endozytotische Vesikel werden am kortikalen Actinzytoskelett mithilfe von Myosinmotoren transportiert, bevor sie auf Kinesinmotoren umschalten und am Mikrotubulizytoskelett entlanglaufen. Auch Sekretion und transepithelialer Transport erfolgen vermutlich auf ähnlichem Wege.

Zur Erfüllung dieser Aufgaben besitzen Eukaryonten drei Klassen von Motorproteinen: Myosine, Dyneine und Kinesine. Diese molekularen Motoren erzeugen die lineare Bewegung und Kraft entlang von Filamentsystemen des Zytoskeletts.

Zytoskelett

Intermediärfilamente

Aufbau von Intermediärfilamenten
Intermediärfilamente (IF) sind ca. 10 nm dicke Filamente und typische Zytoskelettkomponenten von Vertebratenzellen. Pilze, Insekten oder Würmer besitzen nur Lamine und atypische IF-Formen. Intermediärfilamente verleihen ihren Trägerzellen Elastizität und mechanische Zugfestigkeit. Sie sind ferner wichtige Partner von Zellkontaktstrukturen und bilden u.a. die intrazelluläre Verankerung von Desmosomen und Hemidesmosomen (Kap. 20).
Man kennt eine Vielzahl verschiedener, gewebespezifischer Intermediärfilamente. Das gemeinsame Merkmal von Intermediärfilamenten ist der strukturelle Aufbau des Intermediärfilamentpolymers (Abb. 19.2). Die Grundbausteine, Intermediärfilamentproteine, bilden parallel angeordnete Paare von Polypeptidketten, die als charakteristisches Dimerisierungsmotiv Coiled-coil-Bereiche aufweisen (Abb. 19.2). Coiled coils basieren auf -Helices der Proteinpartner, die sich umeinandergewunden zusammenlagern. Die Proteine besitzen meist Heptapeptidwiederholungen, wobei jeweils an Position 1 und 4 unpolare Aminosäuren liegen, die miteinander hydrophobe Wechselwirkungen eingehen (Kap. 2). Coiled coils können sich (wie bei IF-Proteinen) aus zwei -Helices bilden, aber es gibt auch mehrsträngige Arrangements. Die Coiled-coil-Bereiche werden N- und C-terminal von nichthelikalen Bereichen (Kopf und Schwanz) flankiert. Diese Domänen sind charakteristisch für die jeweilige Intermediärfilamentuntergruppe.
Intermediärfilamentdimere lagern sich zu antiparallelen Tetrameren zusammen, den eigentlichen Bausteinen der Intermediärfilamente. Sie polymerisieren in der Folge durch Zusammenlagerung hintereinander und seitlich zueinander (Abb. 19.2). Je nach Typus entstehen hierbei Filamente mit einer Dicke von vier bis zwölf Tetrameren. Durch die antiparallele Anordnung zweier Dimere im Tetramer bildet sich keine polare Filamentstruktur aus. Dies ist ein wichtiger Unterschied zu F-Actin und Mikrotubuli. Die strukturellen Details der Intermediärfilamente sind bei den verschiedenen Vertretern unterschiedlich. Es unterscheiden sich nicht nur die Größen und Sequenzen der Kopf- und Schwanzdomänen, sondern auch die Arten, wie sich die Proteinketten zu Intermediärfilamenten zusammenlagern.
Unterschiede zwischen den verschiedenen Vertretern finden sich auch in Bezug auf die insgesamt wenig ausgeprägte Dynamik der Filamente. Während Zytokeratin nach Ausbildung von Keratinfilamenten nicht mehr depolymerisiert, werden Lamine im Zuge der Zellteilung abgebaut und anschließend wiederaufgebaut. Die Polymerisierung erfolgt unabhängig von ATP oder GTP, weil das Filament energetisch dem Zustand als lösliches Dimer bevorzugt wird. Wo Intermediärfilamente wieder aufgelöst werden, geschieht dies durch Phosphorylierung.

MERKE

Intermediärfilamente bilden in der Zelle ein Geflecht aus Filamenten von etwa 10 nm Dicke. Sie dienen der mechanischen Belastbarkeit von Zellen und sind aus Intermediärfilamentproteinen aufgebaut, die charakteristisch für einen bestimmen Zelltyp sind. Sie polymerisieren unabhängig von ATP oder GTP und besitzen keine Polarität.

Intermediärfilamentproteine
Abgesehen von ihrer charakteristischen zentralen Coiled-coil-Region sind Intermediärfilamentproteine sehr divergent. Sie werden aufgrund ihrer Sequenzähnlichkeit, Domänenstruktur und Assemblierungsprinzipien in verschiedene Untergruppen eingeteilt, deren wichtigste in Tab. 19.1 aufgeführt sind.
Keratin
Keratine sind typische IF der Haut und anderer Epidermisgewebe. Spezifisch für Keratine ist, dass ihre Grundbausteine, die IF-Dimere, immer aus einer sauren und einer basischen Untereinheit zusammengesetzt sind. Sie kommen in 15 Typen vor, die jeweils aus unterschiedlichen Paaren von Keratinpolypeptiden bestehen und die z.T. sehr spezifisch für bestimmte Organe und Hautschichten sind.
Zytokeratine vermitteln die Elastizität und Druckstabilität der Hautzellen. Sie sind in Desmosomen über BPAG verankert (Bullosa pemphigoid antigen, Abb. 20.8), durch die die Hautzellen untereinander zusammengehalten werden. Zytokeratinfilamente dienen als Widerlager dieser Zellkontaktstrukturen.
Das Muster der Keratinexpression ist z.T. so spezifisch, dass man beispielsweise den Ursprung von Tumoren anhand der enthaltenen Keratine bestimmen kann. In der Praxis wird allerdings normalerweise eine Vielzahl kombinierter Tumormarker benutzt.

Klinik

Da Keratine für den Aufbau und die Struktur der Epidermis essenziell sind, äußern sich die bekannten Keratinerbkrankheiten oft durch Fehlfunktionen der Haut. Verschiedene Formen der Epidermolysis bullosa heredita, die sich durch Bläschenbildung der Haut und erhöhte Brüchigkeit bei mechanischer Belastung zeigt, beruhen auf Mutationen in den Genen für Keratin-5 und -14. Auch Mutationen anderer Strukturproteine, z.B. von Plakinen und ECM-Molekülen der Basallamina, können sich als Formen von Epidermolysis zeigen. Je nachdem, für welche Hautschicht die betroffenen Strukturproteine wichtig sind, lösen sich nur die äußeren Strata (Typ simplex) oder die gesamte Haut oberhalb (junctionalis) oder unterhalb (dystrophica) der Basallamina ab. Ichthyosis, die sich in schuppiger Haut äußert, kann auf Mutationen in den Keratingenen 1, 2a, 10 u.a. beruhen.

Vimentin
Vimentin ist das vorwiegende IF von mesenchymalen Zellen (Fibroblasten, Makrophagen, Bindegewebszellen und verwandte Zellen; Abb. 19.3). Es gehört wie die Lamine zu den IF, die während der Mitose disassembliert werden. Den Interphasezellen verleiht es mechanische Resistenz gegen Zug, und es interagiert mit dem Golgi-Apparat und den Lysosomen. Möglicherweise hilft es außerdem bei der korrekten zellulären Verteilung dieser Vesikel.
Neurofilamente
Neurofilamente sind wesentliche Komponenten von Axonen und Dendriten. In den Neurofilamenten wurden drei IF-Proteine mit unterschiedlichen Massen gefunden, NF-L, -M und -H (light, medium und heavy). Die drei Proteine unterscheiden sich in ihrer Schwanzdomäne, die nicht an der Coiled-coil-Bildung beteiligt ist. Alle drei Proteine finden sich innerhalb eines einzigen Neurofilaments. Die Schwanzdomänen von NF-M
und -H sind an der Vernetzung benachbarter NF-Untereinheiten im Filament beteiligt, wobei NF-H zudem mit Actin und Mikrotubuli interagieren kann. Neurofilamente werden im Zellkörper synthetisiert und erst danach in die Axone transportiert.
Sammeln sich NF-Proteine aufgrund von erblichen Störungen in Neuronen an, können daraus vermutlich neurodegenerative Erkrankungen wie die Charcot-Marie-Tooth-Krankheit (Mutationen in NF-L) oder amyotrophe Lateralsklerose (Deletionen im NF-H-Gen) resultieren. Dabei ist die Frage nicht ganz geklärt, ob die Akkumulation ursächlich für die Degeneration verantwortlich ist oder nur ein Symptom darstellt. Klar ist aber, dass ein Mangel von Neurofilamenten an den Axonenden in Zellkultur eine Rückbildung der Axone bewirkt.
Desmin
Desmin ist typisch für Muskelgewebe. Im Skelettmuskel verbindet es die Z-Scheiben der benachbarten Myofibrillen miteinander und verankert sie an den Costameren. Es sind erbliche Myopathien und Kardiomyopathien bekannt, die auf Desminmutationen zurückzuführen sind. Eine genauere Diskussion über Costamere und ihre Bedeutung ist im Zusammenhang mit Muskeldystrophie zu finden (Kap. 19.2.1).
Lamine
Da die Lamine schon in einzelligen Eukaryonten vorkommen, gelten sie als evolutionärer Urtyp der Intermediärfilamente. Sie bilden unter der Kernmembran ein Netzwerk, das nicht nur der mechanischen Stabilität des Kerns dient, sondern offenbar auch an der Organisation des Chromatins beteiligt ist (Klinik-Kasten). Mutationen im Lamin sind als Ursache für bestimmte Formen von Kardiomyopathie und von Emery-Dreifuss-Muskeldystrophie identifiziert worden.
Generell sind IF wenig dynamisch und in der Zelle keinen wiederholten Auf-und-Abbau-Zyklen unterworfen. Lamine sind eine Ausnahme. Da sich während der Mitose die Kernmembran auflöst, müssen auch die Laminfilamente depolymerisiert werden. Dies geschieht durch Phosphorylierung dreier Serinreste im nichthelikalen Bereich.

Klinik

Eine spektakuläre, seltene Erbkrankheit, die Hutchinson-Gilford-Progerie, ist auf eine Punktmutation im Lamin-A-Gen zurückzuführen. Bei dieser Krankheit treten bereits im Kindesalter einige typische Alterungssymptome auf. Unter anderem sieht die Haut der betroffenen Kinder alt und faltig aus, und die Neigung zu Schlaganfällen ist erhöht. Doch fehlen auch einige Alterungsprozesse, und das Risiko für Alzheimer-Krankheit und Altersdemenz ist nicht erhöht. Zähne wachsen sogar eher später als normal. Diese Symptome lassen auf eine komplizierte genetische Pathogenese und nicht auf eine veränderte mechanische Resistenz des Zellkerns schließen.

MERKE

Keratin, Vimentin, Neurofilamente und Desmin sind häufige Intermediärfilamenttypen, die spezifisch in Epithelien, mesenchymalen Zellen, Neuronen und Muskeln vorkommen. Lamin A/C ist das einzige Intermediärfilament, das auch bei Nichtvertebraten in allen Zellen als Kernverstärkung vorkommt.

Actinfilamente

Actin ist mit einem Anteil von 10–20% eines der häufigsten Proteine der meisten Zelltypen. Es liegt in der Zelle ungefähr zur Hälfte in etwa 6 nm dicken Actinfilamenten (filamentöses oder F-Actin) und zur anderen Hälfte als nichtpolymerisiertes Protein (globuläres oder G-Actin) vor. Beide Formen stehen in einem dynamischen Gleichgewicht (Abb. 19.4).
Im menschlichen Genom finden sich sechs Actingene. Die verschiedenen Actinformen sind gewebespezifisch exprimiert (spezielle Formen für Skelettmuskel, Herzmuskel, glatte Muskel und Nichtmuskelzellen), ähneln sich auf Sequenzebene sehr stark und verhalten sich biochemisch weitgehend gleich (Tab. 19.2). Überhaupt gehören Actine zu den evolutionär am stärksten konservierten Proteinen und weisen selbst zwischen Hefe und Mensch nur sehr geringe Sequenzunterschiede auf. Neben seiner essenziellen Rolle bei der Muskelfunktion ist Actin für Zellbewegung, Wanderung und Verankerung im Gewebe unerlässlich.
Polymerisation und chemische Gleichgewichte von Actin
Elektronenmikroskopisch stellen sich Actinfilamente als etwa 6 nm dicke, schraubenförmig rechtsgedrehte Filamente mit einer Ganghöhe von 37 nm dar. Sie bestehen aus Actinuntereinheiten, die sich zu Filamenten anordnen (polymerisieren). Actinmonomere sind 42 kDa groß, zeigen in der Kristallstruktur einen Aufbau aus vier U-förmig angeordneten Proteindomänen, die in ihrem Zentrum ein ATP- oder ADP-Molekül binden (Abb. 19.5). Aufgrund der stereospezifischen Anlagerung der G-Actin-Untereinheiten im Filament entsteht eine polare Struktur. Durch Dekoration mit Myosinköpfen kann diese sichtbar gemacht werden (Kap. 19.2). Da sich die Myosinköpfe in einem spitzen Winkel zum Filament anordnen, entstehen ein scheinbar pfeilförmiges Ende (pointed end, Minusende) und ein eingekerbtes Ende (barbed end, Plusende). Die ATP-Hydrolyse ist energetisch nicht direkt an die Ausbildung des Filaments gekoppelt. Die Filamentbildung wird vielmehr durch die Enthalpieänderung begünstigt, die sich durch die Interaktion benachbarter Actinuntereinheiten ergibt.
In der Zelle befindet sich F-Actin in ständigem Auf- und Abbau. Diese Dynamik ist für viele Funktionen des Actinzytoskeletts essenziell. Beispielsweise drücken actinvermittelte Prozesse die Zellmembran im Zuge von Zellbewegung nach vorn oder helfen durch Ausbildung eines kontraktilen Rings, zwei Tochterzellen nach beendeter Mitose zu trennen (Zytokinese). Auch die Abschnürung von Endozytosevesikeln hängt maßgeblich von Actin ab. In allen diesen Fällen wird Actin lokal polymerisiert bzw. depolymerisiert, wodurch ein zähflüssiges F-Actin-Gel innerhalb der Zelle erzeugt oder wieder verflüssigt wird.
Die biochemische Basis dieser Dynamik liegt in der Polymerisationskinetik von Actin. Wie jede (bio)chemische Reaktion steht auch die Polymerisierung von Actin im Gleichgewicht zwischen Reaktionsedukten und -produkten:
n G-Actin F-Akinn
In vitro und ohne actinbindende Proteine liegt das Reaktionsgleichgewicht stark auf der Seite von F-Actin. In vivo werden der Auf- und Abbau von F-Actin jedoch auch durch eine Vielzahl direkt und indirekt wirkender Actinbindefaktoren reguliert (Abb. 19.7).
ATP spielt bei der Regulation der Actinpolymerisation eine komplizierte Rolle. Die Verlängerung von Actinfilamenten wird im Wesentlichen durch die Verfügbarkeit von freiem, ATP-haltigem G-Actin reguliert (Abb. 19.6). ATP-haltiges G-Actin hat eine höhere Affinität zu F-Actin als ADP-haltiges G-Actin und baut sich daher leichter in Actinfilamente ein. Wichtig ist ferner, dass sich ATP-G-Actin vorzugsweise an die Plusenden von F-Actin anlagert, sodass diese Enden schneller wachsen als die Minusenden. Die Filamente schrumpfen daher vorzugsweise von den Minusenden her. Dieses Ungleichgewicht führt zu einem kontinuierlichen Durchsatz von Actinuntereinheiten vom Plus- zum Minusende (Treadmilling, Laufbandmechanismus) und bildet die biochemische Grundlage der Actindynamik.

MERKE

Actinfilamente bauen sich aus G-Actin-Untereinheiten auf und zeigen in der lebenden Zelle normalerweise einen schnellen, dynamischen Auf- und Abbau. F-Actin ist ein polares Filament mit zwei biochemisch unterschiedlichen Enden, an die sich frische G-Actin-Untereinheiten unterschiedlich schnell anbauen können.

Auf- und Abbau des Actinzytoskeletts
Das chemische Gleichgewicht von G- und F-Actin ist das primäre Element des Auf- und Abbaus von Actin. In der Zelle wird dieses Gleichgewicht hauptsächlich von actinbindenden Proteinen reguliert. Darüber hinaus lagert sich F-Actin in höhere Organisationsformen zusammen (Abb. 19.4). Je nach zellulärer Funktion können sich die Actinfilamente zu dicken Kabeln (sog. Actinkabel oder Stressfasern) bündeln oder ein Gel aus kurzen, linearen oder verzweigten Filamenten ausbilden. Auch diese Organisationsebene wird durch actinbindende Proteine bestimmt (Abb. 19.6). Im Folgenden werden die wichtigsten Komponenten und Prinzipien vorgestellt.

Klinik

Eine Vielzahl von giftigen Naturstoffen greift in das dynamische Gleichgewicht von Actin ein. So lagert sich ein Gift des Grünen Knollenblätterpilzes, Phalloidin, an Actinfilamente und stabilisiert sie irreversibel. Latrunculin A und Cytochalasin D bewirken das Gegenteil und führen zum Abbau der Actinfilamente. Latrunculin ist ein Gift aus Schwämmen, das an G-Actin bindet und den Einbau der Filamente verhindert, Cytochalasine sind Pilzgifte, die die Verlängerung von Actinfilamenten blockieren, indem sie an F-Actin-Plusenden binden. Wegen der Wichtigkeit der Actindynamik für fast alle Zellen des Körpers sind derartige Substanzen pharmakologisch nicht einsetzbar.

Stabilisierung von G-Actin und F-Actin-Depolymerisation
In der Zelle wird die Konzentration von Actinfilamenten hauptsächlich über die Verschiebung des Gleichgewichts von F- und G-Actin reguliert. Actinmonomerbindende Proteine lagern sich an G-Actin und entfernen es aus dem chemischen Gleichgewicht. Man kennt hier drei wichtige Proteinfamilien. Thymosin-4 ist das mengenmäßig wichtigste Protein in Säugetieren, in anderen Organismengruppen finden sich Vertreter der Proteinfamilien Profilin und ADF/Cofilin.
Thymosin-4 entfernt G-Actin aus dem chemischen Gleichgewicht und vermindert so die Polymerisationsrate:
Thymosin-Actin G-Actin F-Actin
Profilin erleichtert den Austausch von ADP zu ATP am G-Actin und stellt so frisches polymerisationskompetentes Actin bereit. Solange Profilin an Actinmonomere gebunden ist, verhindert es jedoch noch die Polymerisation. Für die drei Profilinisoformen im Menschen kennt man über 25 Interaktoren, die entwicklungs- und gewebespezifisch exprimiert werden und die Polymerisation entsprechend komplex modulieren.
Die dritte Gruppe von actinmonomerbindenden Proteinen, ADF/Cofilin (actin depolymerizing factor), bindet nicht nur an freies G-Actin, sondern auch an F-Actin-Plusenden. Cofiline entfernen G-Actin aus dem chemischen Gleichgewicht und destabilisieren zusätzlich aktiv F-Actin. Die depolymerisierende Aktivität von ADF/Cofilin wird durch Phosphorylierung inhibiert und durch Phosphatasen wiederhergestellt. Dieser Regulationsweg ist bedeutsam für die Vermittlung extrazellulärer Signale auf die lokale Reorganisation des Actinzytoskeletts (Kap. 20.1.2).
Actinfilamente können nicht nur vom Ende her, sondern auch intern zerbrochen werden. Dies ist z.B. im Zuge der Zellbewegung nötig, um den Zellkörper hinter der Bewegungsfront nachzuziehen. Das Gelsolin ist ein typischer Vertreter dieser Enzyme und katalysiert die Auflösung des Gels von polymerisiertem Actin zu einer Lösung aus kürzeren Fragmenten und G-Actin mit geringerer Zähflüssigkeit. Gelsolin kann sich an Actinfilamente anlagern. Steigt die zelluläre Ca2+-Konzentration, ändert Gelsolin seine Konformation und katalysiert das Zerbrechen von Actinfilamenten. Gelsolin ist der Prototyp ei
ner Proteinfamilie, zu der auch Villin gehört, das entscheidend am Aufbau intakter Mikrovilli beteiligt ist.
Aufbau von F-Actin
In der Zelle liegt in der Regel eine Vielzahl von vorgeformten Actinfilamenten vor, die als Nucleationskeime für eine schnelle Ausbildung neuen F-Actins dienen können. Die De-novo-Bildung von Filamenten aus G-Actin muss jedoch eine hohe energetische Barriere überschreiten und erfordert die anfängliche Zusammenlagerung von drei Actinuntereinheiten zu einem Polymerisationskeim. Dieser Prozess wird Nucleation genannt und läuft sehr langsam ab. Er kann jedoch lokal durch spezifische Faktoren gefördert werden. Die wichtigsten bekannten Nucleationsfaktoren sind der Arp2/3-Komplex und Formine. Arp bedeutet Actin-related protein und bezieht sich auf die Aminosäuresequenzen dieser Proteine, die klare Verwandtschaft zu Actin erkennen lassen. Arp-Proteine bilden mit fünf weiteren, nicht actinverwandten Proteinen einen Komplex und lagern sich lateral an bestehende Actinfilamente an. Der Arp2/3-Komplex dient als Keim für eine neues, abzweigendes Filament, das in einem Winkel von 70 durch Anlagerung frischer G-Actin-Untereinheiten auswächst (Abb. 19.7).

Klinik

Die klinische Bedeutung des Arp2/3-Proteinkomplexes für die Nucleation von F-Actin wurde u.a. bei der bakteriellen Invasion von Zellen durch Listeria und andere Bakterien gefunden. Ist dieses intrazellulär parasitierende Bakterium in eine Wirtszelle eingedrungen, exprimiert es ein Gen, dessen Genprodukt ActA auf der Oberfläche der Bakterienzelle lokalisiert wird. ActA rekrutiert den Arp2/3-Komplex der Wirtszelle als effizienten Nucleationskeim für Actin. Daher bildet sich an der Bakterienzelle ein Kometenschweif aus F-Actin, der durch die Viskosität des Zytoplasmas die Listerien durch die Wirtszelle schiebt.

Formine sind Proteindimere, die an das Plusende von F-Actin binden können. Die beiden Untereinheiten scheinen sich abwechselnd vom Plusende des Filaments abzulösen und den Einbau von neuen Actinmonomeren in die entstehenden Lücken zu erleichtern. Sie wirken daher als Elongationskatalysatoren der Plusenden von F-Actin. Auf der zellulären Ebene sind Formine maßgeblich an der Ausbildung von Zellausläufern beteiligt, die Filopodien genannt werden (Kap. 19.1.3). Es handelt sich dabei um nadelförmige Ausstülpungen (Abb. 19.8). Wandernde Zellen sondieren ihre Umgebung mithilfe von Filopodien und bilden ggf. Anheftungsstrukturen aus (Kap. 20.1.2).

Klinik

Das Wiskott-Aldrich-Syndrom ist eine seltene, aber schwere X-chromosomal-rezessive Erbkrankheit, die sich in Ekzemen, Thrombozytopenie sowie Störungen der Wundheilung und Immunabwehr äußert. Betroffene sterben noch im Kindesalter. Die genetische Kartierung betroffener Familien hat gezeigt, dass bei Patienten das WAS-Gen mutiert und konstitutiv aktiv ist, das für ein Protein namens WASp kodiert. WASp bindet Actinmonomere und vermittelt den Kontakt zum Arp2/3-Komplex. Hierdurch werden Actinmonomere vorzugsweise an neuen Verzweigungen von F-Actin lokalisiert und die Verzweigungsaktivität begünstigt.

WASp liegt in der Grundkonformation als ein zusammengefaltetes Molekül vor, das nicht an Actin und Arp2/3 binden kann. Erst durch die Bindung eines aktiven G-Proteins (Cdc42) entfaltet es sich, und die Nucleation eines neuen Actinzweigs am Arp2/3-Komplex wird ausgelöst. WASp zeigt beispielhaft, dass der Aufbau von F-Actin-Filamentsystemen hochgradig reguliert und an Signalkaskadenketten gekoppelt ist. Dieser Themenkomplex ist Gegenstand der aktuellen Forschung.

MERKE

Auf- und Abbau von Actin sind in der Zelle durch eine große Zahl actinbindender Proteine reguliert. Sie greifen entweder indirekt über die Veränderung des chemischen Gleichgewichts von F- und G-Actin in die Dynamik oder direkt ein, indem sie zusätzliche Polymerisationskeime bereitstellen oder freie Enden sterisch blockieren. Actinbündelnde Faktoren erzeugen auf Zug belastbare F-Actin-Faserbündel.

Ausbildung und Regulation höherer Actinorganisationsformen
F-Actin bildet nur dünne Filamente, die in lichtmikroskopischen Darstellungen wie Abb. 19.5b nicht als Fasern sichtbar wären. Actinkabel oder andere lichtmikroskopisch sichtbare Filamente sind Bündel von F-Actin, die durch actinbündelnde Proteine (ABP, Actin-bundling proteins) zusammengehalten werden. Liegt F-Actin nicht gebündelt vor, sondern als quervernetztes Gel, erscheint es in Fluoreszenzfärbungen oft als diffuser Saum unter der Zellmembran, um endozytotische Einstülpungen oder andere Strukturen.
Ein wichtiges actinbündelndes Protein ist -Actinin. -Actinin bildet Dimere, deren Untereinheiten sich in antiparalleler Weise anordnen. Hierdurch exponieren sich zwei Actinbindestellen jeweils an jedem Ende des länglichen Proteins. -Actinin kommt in der Z-Scheibe von Muskeln vor (Kap. 19.2.1), aber auch in Actin-Stressfasern. Außer -Actinin ist eine Vielzahl weiterer actinbündelnder und -quervernetzender Proteine bekannt, die je nach Topologie der Vernetzung verschiedene F-Actin-Organisationsformen bewirken, wie z.B. Kabel, kortikale Netzwerke und Flecken (Patches).
Die Organisation des Actinzytoskeletts wird entscheidend von drei Rho-GTPase-Typen beeinflusst: Rho (RhoA, B und C), Rac (Rac1, 2 und 3) und Cdc42 (Abb. 19.8). Diese G-Proteine sind zentrale Integratoren in Signalkaskaden, die äußere Signale mit zellulären Antworten verknüpfen. Die Einkopplung zur Actinorganisation erfolgt im Fall von RacA über Proteingerüste (protein scaffolds), die letztlich den Arp2/3-Komplex aktivieren und über die Polymerisierung von Actin zu Lamellipodienbildung führen (Kap. 19.1.3). Auch Cdc42 bewirkt Arp2/3-vermittelte Actinpolymerisation. Hier vermitteln WAS-Proteine (oben, Klinik-Kasten) den Kontakt zu Arp2/3 und Actin und führen letztlich zu Filopodienbildung. Warum beide Prozesse unterschiedliche Strukturen der Zellperipherie induzieren, ist unbekannt und zeigt, dass bei diesen Prozessen noch weitere Faktoren beteiligt sein müssen.

MERKE

G-Proteine, zentrale Integratoren von Signalkaskaden, greifen auch in die Organisation des Actinzytoskeletts ein.

Zellwanderung

Nicht alle Zellen und Zelltypen sind statisch im Gewebeverband eingebunden. Sie wandern durch das dreidimensionale Netzwerk der extrazellulären Matrix oder sind in der Lage, Endothelzellverbände zu durchdringen (Diapedese). Paradebeispiele dafür sind Fibroblasten und Monozyten. Klinisch wichtig ist auch die Migration von metastasierenden Krebszellen. Die Grundprinzipien der Motilität dieser Zellen finden sich bereits bei einzelligen Organismen, z.B. bei der Amöbe Dictyostelium discoideum, an der wesentliche Mechanismen untersucht werden konnten.
Bezüglich ihrer mechanischen Eigenschaften kann man sich eine Zelle als einen mit zähflüssigem Honig gefüllten Beutel vorstellen. Ihre Fortbewegung erfordert verschiedene Schritte. Als Beispiel ist in Abb. 19.9 ein Fibroblast dargestellt, der sich gegen den Widerstand der Kollagenfasern durch die extrazelluläre Matrix schiebt. Diese Bewegung wird durch lokale Ausstülpungen der Zellmembran initiiert. Man unterscheidet je nach Form und molekularer Ausstattung Bläschen, Kräuselungen, Lamellipodien, kleine Stachel, Filopodien und Pseudopodien (Tab. 19.3). Allen ist gemein, dass sie eng mit der Dynamik des Actinzytoskeletts zusammenhängen. Die eigentlichen Fortbewegungsstrukturen sind Lamellipodien und Pseudopodien, während Filopodien die Umgebung sondieren und ggf. Anheftungsstrukturen (Fokalkontakte) auslösen.
Der wandernde Fibroblast bewegt sich mithilfe von Pseudopodien fort, die durch Fokalkontakte (Kap. 20.1.2) an Fasern der extrazellulären Matrix geheftet werden. Spezifische Proteasen lösen die extrazelluläre Matrix lokal auf und erleichtern so das Vorankommen der migrierenden Zelle. Die Fokalkontakte dienen als Ankerpunkte für Actin-Stressfasern, die sich durch den Zellkörper ziehen und der Zelle Zugbelastbarkeit verleihen. Diese Fasern kontrahieren mithilfe von Myosin II (Kap. 19.2.1). In der Folge werden das Hinterende der Zelle nachgezogen und eine Nettovorwärtsbewegung des Fibroblasten erreicht.
Dieser als mesenchymal bezeichnete Bewegungstyp scheint in vielen anderen Zelltypen konserviert zu sein, die im Zuge der Ontogenese, Immunabwehr oder pathogener Prozesse durch Gewebe wandern. Prinzipiell bieten die beteiligten Vorgänge Angriffspunkte, um metastasierende Krebszellen zu inhibieren. In der Praxis besteht die Schwierigkeit aber darin, Krebszellen von anderen migrierenden Zellen zu unterscheiden und spezifisch zu hemmen.

MERKE

Die Beweglichkeit vieler Zellen beruht auf Actin, weil der gelierende Effekt der Actinpolymerisation den erforderlichen Vorschub der Zellvorderkante bewirkt. Signalkaskaden mit kleinen G-Proteinen als zentralen Integratoren lösen die Polymerisation über actinbindende Proteine lokal aus und koppeln so extrazelluläre Signale an die zelluläre Reaktion.

Mikrotubuli

Mikrotubuli bilden in tierischen Zellen in der Regel ein dichtes Geflecht von Filamenten, das einem Punkt in der Nähe des Zellkerns entspringt, dem Mikrotubuliorganisationszentrum (MTOC, Abb. 19.10). In menschlichen Zellen übernimmt das Zentrosom die Funktion des MTOC. Es besteht aus zwei Zentriolen (unten) und einer sie umgebenden Matrix. Mikrotubuli dienen der Zellstabilität, aber auch der Bestimmung der Zellpolarität und der Bereitstellung von Transportbahnen in der Zelle.
Tubulin und Mikrotubuli
Das Mikrotubuluszytoskelett ist ein 24 nm dickes Filamentsystem. Mikrotubuli sind Hohlzylinder, die biochemisch aus zwei ähnlichen Polypeptiden von etwa jeweils 450 Aminosäuren bestehen, dem - und dem -Tubulin. - und -Tubulin lagern sich zu Dimeren zusammen, die sich kaum trennen lassen. In der lebenden Zelle ist eine Reihe spezieller Chaperone (Proteinfaltungsfaktoren) nötig, um die Polypeptidketten in ihre aktive, dimere Konformation zu bringen. Die molekulare Struktur der -/-Tubulin-Dimere zeigt zwei prinzipiell gleich gefaltete Proteine (Abb. 19.11). Die -Untereinheit bindet ein GTP-Molekül, das zu GDP hydrolysiert werden kann. Die -Untereinheit bindet ebenfalls GTP, das aber nicht hydrolysiert wird. Durch die Hydrolyse wird der Winkel zwischen der - und der -Untereinheit verändert. Ergebnis sind neue Polymerisationseigenschaften (unten).
Tubulin kann am C-terminalen Ende posttranslational modifiziert werden, es kann acetyliert oder mit mehreren Glutamatresten verbunden werden (Polyglutamylierung). Vom -Tubulin kann das C-terminale Tyrosin abgespalten und später wieder angefügt werden. Die funktionellen Konsequenzen dieser posttranslationalen Modifikationen sind weitgehend unklar.
Das menschliche Genom weist sechs - und sechs -Tubulin-Gene auf. Die Genprodukte sind untereinander sehr ähnlich, werden teils gewebespezifisch, teils ubiquitär exprimiert und weichen am stärksten im C-terminalen Bereich voneinander ab.
Die funktionellen Einheiten von Tubulin sind die -/-Tubulin-Dimere, die sich der Länge nach zu sog. Protofilamenten zusammenlagern können (Abb. 19.12). Mehrere Protofilamente, typischerweise 13, können sich wiederum lateral und leicht versetzt aneinanderlagern und durch einen Ringschluss einen Hohlzylinder mit einem Durchmesser von ca. 24 nm bilden. Dieser Tubulin-Hohlzylinder ist der Mikrotubulus. In typischen Vertebratenzellen wird der Prozess der Zylinderbildung durch einen Proteinkomplex initiiert, den -Tubulin-Ringkomplex, der aus einer speziellen Tubulinform, dem -Tubulin, und akzessorischen Faktoren besteht.
In Zilien und Zentrosomen findet man Sonderformen von Mikrotubuli. Hier bildet jeweils ein Mikrotubulus-Hohlzylinder die Grundstruktur, an den ein zweiter und bei Zentriolen sogar ein dritter Halbzylinder angefügt sind. Zentriolen bilden die Grundstruktur von Zentrosomen, die in höheren Eukaryonten als Organisationszentren für die Mikrotubuluspolymerisation dienen. Die Zentriolen sind in eine perizentrosomale Matrix aus einer großen Anzahl von Struktur- und Signalproteinen eingebettet, die zusammen das Zentrosom als Organell ausbilden. Die Mikrotubulusdubletten der Flagellen und die Tripletten der Zentriolen sind ringförmig zu neunt angeordnet (Kap. 19.2.2).

MERKE

Mikrotubuli sind 24 nm dicke Hohlzylinder, die aus in der Regel 13 Protofilamenten aufgebaut sind. Die funktionelle Baueinheit ist das Tubulin--/-Dimer.

Aufbau und Dynamik von Mikrotubuli
Da Mikrotubuli aus -/-Tubulin-Dimeren aufgebaut sind und sich die Protofilamente parallel aneinanderlagern, haben sie eine polare Struktur. Ein Ende exponiert -Tubulin-Untereinheiten, das andere -Untereinheiten. Das Ende, das freie -Untereinheiten aufweist, wird Minusende genannt und ist typischerweise mit dem -Tubulin-Ringkomplex verbunden. Das andere Ende, das die -Untereinheiten exponiert, wird Plusende genannt, kann frei in der Zelle vorliegen und ist meist nicht statisch. An das Plusende können sich freie Tubulindimere anlagern (polymerisieren), oder es können bereits eingebaute Dimere abdissoziieren. Hierdurch können Mikrotubuli Phasen des Wachsens und des Schrumpfens durchlaufen und werden dadurch dynamisch (Abb. 19.13). Im Gegensatz zu Actin, bei dem beide Filamentenden Dynamik aufweisen, finden der Auf- und Abbau von Mikrotubuli fast ausschließlich am Plusende statt. Eine wichtige Ausnahme sind Spindelmikrotubuli (unten).
Da die Verlängerungsrate der Mikrotubuli langsamer als die Geschwindigkeit des Schrumpfens ist, müssten theoretisch alle Mikrotubuli in einer Zelle über kurz oder lang verschwinden. Dies ist nicht der Fall, weil schrumpfende Mikrotubuli rasch wieder anfangen zu polymerisieren (Rettung). Der umgekehrte Vorgang, das Einsetzen der Depolymerisierung am Ende einer Wachstumsphase (Katastrophe), erfolgt seltener, sodass sich die Gesamtmenge von zellulärem Tubulin aus Polymerisations- und Depolymerisationsrate sowie der relativen Häufigkeit von Rettungsereignissen und Katastrophen ergibt.
Nicht alle Mikrotubuli einer Zelle sind in gleichem Maße dynamisch. Vielmehr korreliert die Dynamik von Mikrotubuli mit posttranslationalen Modifikationen. Detyrosinylierte Mikrotubuli sind beispielsweise weniger dynamisch. Einige Mikrotubulistrukturen, z.B. Zilien, weisen praktisch keine Katastrophen mehr auf, während die mitotische Spindel sehr dynamisch ist und auch am Minusende Dynamik aufweist.
Ob ein bestimmter Mikrotubulus polymerisiert oder zusammenbricht, hängt in komplizierter Weise von seinem GTP-Beladungszustand ab. Exponiert das Plusende eines Mikrotubulus GDP-haltige Tubulindimere, wird es instabil und beginnt zu depolymerisieren. Enthalten die terminalen Tubulinuntereinheiten hingegen GTP (GTP-Kappe), wird das Plusende stabilisiert, und eine weitere Anlagerung von Tubulindimeren kann erfolgen. Die Ursache hierfür scheint die oben erwähnte Winkeländerung zwischen GTP- und GDP-Form von Tubulin zu sein. Der geänderte Winkel der GDP-Form verursacht eine Spannung der Protofilamente nach außen und destabilisiert den Hohlzylinder.
In der Zelle werden der Auf- und Abbau von Mikrotubuli durch eine Reihe von Proteinfaktoren beeinflusst. Mikrotubuliassoziierte Proteine (MAP) und kurze, regulatorische Polypeptide lagern sich an Mikrotubuli entlang mehreren Tubulinuntereinheiten und verhindern so die Depolymerisation. Andere Faktoren destabilisieren Mikrotubuli von den Plusenden her oder zerbrechen sie unabhängig von der Position.

MERKE

Da jedes Tubulinprotofilament aus einer Kette von gleich ausgerichteten -/-Tubulin-Dimeren besteht, sind Mikrotubuli polar. Der dynamische Auf- und Abbau findet in Interphasezellen fast ausschließlich am Plusende statt, während das Minusende in der Regel im Zentrosom verankert ist.

Mikrotubuli und Spindelapparat
Die Mitosespindel wird aus Mikrotubuli gebildet (Abb. 19.14). Sie besteht aus zwei funktionellen Gruppen von Mikrotubuli, Spindel- und Kinetochormikrotubuli. Spindelmikrotubuli weisen Filamente auf, die von den beiden Zentrosomen ausgehen und sich in der Mittelebene überlappen. Sie werden dort lateral durch bipolare Kinesine (Kap. 19.2.2) verbunden und sind für die Stabilität der Spindel verantwortlich. Die Kinetochormikrotubuli sorgen für das Einfangen der Chromosomen in der frühen Metaphase und später für den Transport der Chromosomen zu den Spindelpolen während der Anaphase. Der Mechanismus, nach dem Kinetochormikrotubuli die Zentrosomen der Chromsomen binden, beruht wesentlich auf dem hochdynamischen Wachsen und Schrumpfen dieser Filamente. Die Mikrotubuli (und ihr spezieller Plusendkomplex) sondieren gleichsam den Raum zwischen den Spindelpolen, bis sie ihre Interaktionspartner am Kinetochor gefunden haben. Danach werden die Mikrotubuli weniger dynamisch.
Die Spindelmikrotubuli sind in der Metaphase keineswegs statisch, sondern im Gegenteil sehr dynamisch. Sie wachsen am Plusende nahe der Mittelebene und werden in der Nähe des Zentrosoms durch Katanin und depolymerisierende Kinesine regelrecht abgebrochen. Es entsteht so ein polwärtiger Fluss ohne Längenzuwachs der Spindel. Erst in der Anaphase werden die Spindelpole auseinandergeschoben. Dies geschieht durch die auswärtsgerichtete Kraft polymerisierender Mikrotubuli und die Wirkung von Motoren des Kinesintyps, die Mikrotubuli in der Überlappungszone der Metaphaseplatte gegeneinander nach außen drücken. Dieser Vorgang bietet möglicherweise neue zelluläre Angriffspunkte für Krebstherapien.

MERKE

Die mitotische und meiotische Spindel bestehen aus Mikrotubuli, die zwischen zwei Zentrosomen aufgespannt sind. Eine Teilpopulation der Mikrotubuli stabilisiert den Spindelapparat, eine andere leitet die Chromosomen während der Anaphase in Richtung der Spindelpole.

Mikrotubuli als Transportwege
Aus den frühen elektronenmikroskopischen Bildern des Zytoskeletts hatte man den Eindruck gewonnen, diese Filamentsysteme würden lediglich die Stabilität der Zelle gewährleisten. Actinfilamente und Mikrotubuli haben aber nicht nur die Aufgabe, die mechanischen Eigenschaften von Zellen zu modulieren, sondern dienen auch als Transportwege innerhalb der Zelle. Mikrotubuli spielen dabei eine wichtige Rolle im neuronalen Langstreckentransport. Axone verbinden die Synapsen der Neurone mit dem Zellkörper, wo der größte Teil der Proteinbiosynthese stattfindet. Axone enthalten (im Gegensatz zu Dendriten) ein polar ausgerichtetes Mikrotubulisystem, in dem die Minusenden in der Nähe des Zellkörpers liegen und die Plusenden zur Zellperipherie zeigen. Viele synaptische Proteine werden entlang den Mikrotubuli transportiert und so in die Axonspitze gebracht. Dort wird die zelluläre Last ggf. actinabhängig weiter zur Membran befördert. Relativ gut charakterisierte Transportgüter sind Tubulin selbst, Neurofilamente und verschiedene Komponenten für Signaltransduktionskomplexe.

Schon gewusst

Ein augenfälliges Beispiel für mikrotubulusabhängigen Transport findet sich in Melanosomen (Farbpigmentzellen). Viele Tiere (Fische, Amphibien, Reptilien) können ihre Hautfarbe binnen Sekunden oder Minuten wechseln. Diese Eigenschaft beruht meist auf der Dispersion und Aggregation von Melanophoren (Pigmentvesikel) in Melanosomenzellen. Die Tönung der Pigmentvesikel kommt durch Melanine, Mischpolymere auf Basis von Tyrosin und oxidierten Tyrosinderivaten, zustande. Die Dispersion kommt durch den Transport durch Kinesin-2-Motoren entlang von Mikrotubuli zustande und führt zur Verdunkelung der Haut, die Aggregation beruht auf Transport mittels zytoplasmatischen Dyneins (Kap. 19.2).

Melanosomen finden sich auch beim Menschen. Hier werden die Melanosomen aus der Zellperipherie auf bislang noch nicht ganz verstandene Weise aus den Melanozyten in andere Hautzellen (Keratinozyten) überführt, wo sie die individuelle Tönung der Haut bewirken. Auch hier spielen Kinesin- und Myosinmotoren eine wichtige Rolle bei der Lieferung der Pigmentvesikel an die Hautzellen (Kap. 19.2.1). Die ethnisch typische Hautfärbung ist auf eine chemisch unterschiedliche Pigmentzusammensetzung der Melanosomen und auf eine unterschiedliche Verteilung der Farbstoffpartikel in den Hautzellen zurückzuführen.

Pharmakologische Angriffspunkte
Eine Reihe synthetischer Substanzen und potenter Naturgifte wirkt auf Mikrotubuli. Einige von ihnen lassen sich auch pharmakologisch nutzen (Abb. 19.15). Benomyl und das chemisch verwandte Carbendazim sind synthetische Fungizide, die offenbar eine Disulfidbrücke von -Tubulin zerstören und so die Mikrotubuli zersetzen. Beide Substanzen wirken recht spezifisch auf Mikrotubuli aus Pilzen, aber nicht auf Säuger-Mikrotubuli.
Colchicine und Vinca-Alkaloide sind von Naturstoffen abgeleitet. In niedrigen Konzentrationen (nM-Bereich) stabilisieren sie Mikrotubuli, während sie in hohen Konzentrationen
(M-Bereich) destabilisierend wirken. Colchicin, das Gift der Herbstzeitlose, und Vinca-Alkaloide (z.B. Vinblastin, Vincristin), Gifte von Immergrüngewächsen, binden primär an freie Tubulindimere und lagern sich im Komplex mit ihnen in Mikrotubuli ein. Dort verhindern sie die Depolymerisation der Plusenden und unterbinden so die Mikrotubulusdynamik. Taxane (z.B. Taxol, Paclitaxel und die synthetischen Epithiolone) binden Mikrotubuli an einer speziellen Bindetasche und stabilisieren sie über eine große Konzentrationsspanne, wodurch sie ebenfalls die Mikrotubulusdynamik verhindern.
Da mitotische Zellen besonders auf ein intaktes dynamisches Polymerisations- und Depolymerisationsverhalten angewiesen sind und jede Störung dieser Dynamik letztlich dazu führt, dass Mitose-Checkpoints nicht durchschritten werden können (Kap. 23.2.2), greifen Vinca-Alkaloide und Colchicin besonders sich teilende Zellen an. Sie wirken pharmakologisch bereits in geringen Dosen, die in vitro noch keine nennenswerten Effekte auf Mikrotubuli hätten. Es ist jedoch so, dass Zellen, die Störungen der Chromosomenanordnung und -verteilung in der Mitose aufweisen und deswegen den G2/M-Checkpoint nicht passieren, Apoptose induzieren (Kap. 23.2.2). Vinca-Alkaloide werden daher als Zytostatika eingesetzt. Colchicin ist wegen seiner hohen Toxizität nicht für die Krebstherapie geeignet.

MERKE

Mikrotubuli und Spindelapparat bilden pharmakologisch wichtige Angriffspunkte, besonders in der Krebstherapie.

Vergleich der drei Zytoskelettkomponenten
Das Zytoskelett menschlicher Zellen besteht aus drei Komponenten. Die dünnsten Filamente mit etwa 6 nm Durchmesser werden von Actin gebildet, die dicksten sind Mikrotubuli, 24 nm dicke Hohlzylinder. Dazwischen liegen die Intermediärfilamente mit ca. 10 nm Durchmesser. Sie sind evolutionär vermutlich die jüngsten Zytoskelettproteine und haben sich in Wirbeltieren zu gewebsspezifischen Filamentsystemen differenziert. Intermediärfilamente sind apolar und polymerisieren unabhängig von Nucleotidtriphosphaten. Im Allgemeinen erfüllen sie mechanische Funktionen. So verleihen z.B. Keratine der Trägerzelle Zugstabilität und dienen als mechanische Widerlager für Zelladhäsionsstrukturen.
Im Gegensatz hierzu sind Actin und Mikrotubuli dynamische Strukturen und weisen strukturell und kinetisch unterschiedliche Enden auf. Bei Actin sind in der Regel beide Enden dynamisch, das Minusende (pointed end) setzt mehr G-Actin-Untereinheiten frei, als es anlagert, und schrumpft deswegen in der Summe, beim Plusende (barbed end) ist es genau umgekehrt. Deswegen durchlaufen die Actinuntereinheiten scheinbar das F-Actin-Filament vom Plus- zum Minusende (Laufbandmechanismus oder Treadmilling). Zytoplasmatische Mikrotubuli sind in tierischen Zellen in der Regel (aber mit einigen Ausnahmen) mit dem Minusende in einem Mikrotubuliorganisationszentrum verankert, sodass nur das Plusende am dynamischen Auf- und Abbau teilnimmt. Nur Spindelmikrotubuli weisen ein Laufbandverhalten auf.
Sowohl Actin als auch Tubulin hydrolysieren Nucleotidtriphosphate, Actin ATP und Tubulin GTP. In beiden Fällen wird der Polymerisationsgrad über den Nucleotidzustand (NTP oder NDP) reguliert, aber auch über eine Vielzahl von interagierenden Proteinen, die polymerisierte Filamente oder die nicht polymerisierten Grundbausteine stabilisieren. Über diese interagierenden Faktoren werden externe und interne Signale in die Organisationsform des Zytoskeletts eingekoppelt.
Actin spielt eine wesentliche Rolle bei der Zellwanderung, Muskelkontraktion und der Zellabschnürung nach einer Mitose (Zytokinese). Mikrotubuli sind essenziell für Mitose, Meiose und den Spindelapparat, für Zilien, Zentrosomen und als zelluläre Transportwege.

Molekulare Motoren

Muskelkontraktion

Strukturelle Grundlagen der Muskelkontraktion
Beim Menschen finden sich drei histologisch und funktionell unterschiedliche Muskeltypen: die glatten Muskeln, die Skelettmuskeln und die Herzmuskeln. Die Skelettmuskeln sind am besten untersucht. Sie bestehen aus Bündeln von mehrkernigen Muskelzellen, die durch Fusion aus Vorläuferzellen (Myoblasten) entstehen. Skelettmuskeln weisen eine auffällige Querstreifung auf, die in verschiedene Zonen unterteilt ist (Abb. 19.16).
Die Z-Scheiben trennen die eigentlichen kontraktilen Einheiten (Sarkomere) voneinander ab und sind mit geeigneten Mikroskopiemethoden als scharfe Querlinien zu erkennen (Abb. 19.16). Sie bestehen zum größten Teil aus -Actinin, das zusammen mit weiteren Komponenten die dünnen Filamente, F-Actin und assoziierte Proteine verankert. -Actinin bildet aufgrund seiner zentralen Spektrindomäne antiparallele, stäbchenförmige Dimere aus. Die auf beiden Seiten des Dimers exponierten N-terminalen Domänen binden Actin. In der Z-Scheibe dient -Actinin dazu, Actinfilamente querzuvernetzen und ein Gerüst für weitere Proteinkomponenten zu bilden. Das Protein, das die Actinfilamente in der Z-Scheibe am Plusende (Barbed end) blockiert, heißt CapZ. Es ist ein Dimer, das an Actin bindet und die Polymerisierung von Actin am Plusende verhindert. Im Gegensatz zum Actin anderer Zellen durchläuft das F-Actin der Muskelzellen keine Polymerisations- und Depolymerisationsphasen mehr.
Zwischen zwei Z-Linien findet sich mittig im Sarkomer eine M-Linie, die zwei spiegelsymmetrische Bereiche unterteilt. Bekannte Strukturproteine sind Myomesin-1 und M-Protein (oder Myomesin-2). Myomesin-1 ist ein großes Protein (190 kDa), das aus zwölf Einheiten des Fibronektin- und Ig-Faltungstypus besteht. Es lagert sich in versetzter, antiparalleler Weise in der M-Linie zusammen und dient der Anbindung der dicken Filamente (Bündel des Myosinmotorproteins und assoziierte Proteine) an die M-Linie (Abb. 19.17).
Die A-Bande enthält die dicken Filamente, während die isotrope I-Bande die dünnen Filamente enthält. Die Actinfilamente sind so orientiert, dass die Minusenden zur M-Bande und die Plusenden zur Z-Scheibe zeigen.

MERKE

Sarkomere sind die kontraktilen Einheiten des quergestreiften Muskels. Sie werden durch Z-Scheiben abgegrenzt und besitzen eine zentrale M-Linie in der Spiegelachse. Hier entspringen die dicken Filamente, die die molekularen Motoren des Muskels – Myosine – enthalten. Z-Scheiben verankern die dünnen Filamente, die auf F-Actin basieren und als Laufstrecke für Myosine dienen.

Organisation des Sarkomers durch Nebulin und Titin
Wie die charakteristische Länge der dünnen Filamente im Sarkomer bestimmt wird, ist nicht genau bekannt. Man nimmt aber an, dass das Protein Nebulin hierfür als eine Art Lineal dient. Es findet sich in der I-Bande, ist aber mit seinem C-Terminus in der Z-Scheibe verankert. Die N-Termini dieses riesigen Moleküls reichen bis zum anderen Ende der Actinfilamente und interagieren dort mit Tropomodulin, dem Capping-Protein an den Minusenden der dünnen Filamente. Erbliche Schäden im Nebulin führen zu unterschiedlichen strukturellen Defekten des Muskels.
M-Linie und Z-Scheibe sind durch ein lineares, elastisches Riesenmolekül, Titin, verbunden (Abb. 19.17). Titin ist mit 3–3,7 Mio. Da das größte bekannte Protein und erstreckt sich über mehrere Mikrometer durch die Muskelzelle. Die N-terminale Domäne des Proteins ist in der Z-Scheibe verankert. Der zentrale Bereich, der die I-Bande durchzieht, besteht aus repetitiven Elementen mit einem Proteinfaltungsmotiv des Ig-Typs. Er ist stark dehnbar und kann so der Änderung der Sarkomerlänge folgen. Die Ig-Domänen können durch hohe Kräfte reversibel entfaltet werden, was vermutlich einer zusätzlichen Reserve der Längendehnbarkeit dient. Bei niedrigeren Kräften dehnen sich jedoch zunächst Bereiche zwischen den Ig-Domänen. Sie haben häufig aus Prolin, Glutamat, Valin und Lysin bestehende Sequenzwiederholungen, die daher PEVK-Domänen genannt werden. Titin bindet zudem an verschiedene Komponenten der M-Linie und ist dort mit seinem C-Terminus verankert.
Muskelstrukturproteine
Außer den Proteinen, die für eine korrekte Sarkomerstruktur und -funktion nötig sind, gibt es eine große Anzahl von Proteinen, die für den Gesamtaufbau der Muskelzellen wichtig sind. So sind die Muskelfibrillen miteinander lateral vernetzt und als gesamtes System in der Membran (dem Sarcolemma) aufgehängt (Abb. 19.18). Die Verbindung mit der Membran setzt sich extrazellulär fort und verbindet die Muskelzellen mit der umgebenden Basallamina.
Desmin
Desmin ist ein muskelspezifisches Intermediärfilament (Abb. 19.18). Es findet sich als Verbindung zwischen den Z-Linien von Sarkomeren, an der Verbindung von Muskelzellen zu Sehnen und an Costameren. Die genaue Rolle von Desmin ist nicht ganz klar. Zumindest scheint es keine essenzielle Funktion zu besitzen, da desmindefiziente Mäuse lebensfähig sind. Dennoch kennt man seltene Myopathien, bei denen die Betroffenen verkürztes Desmin oder eine veränderte Form des Hitzeschockproteins B-Crystallin aufweisen, das die unkontrollierte Aggregation von Desmin normalerweise verhindert.
Costamere und Dystroglykankomplex
Ein wichtiger Strukturkomplex des Muskels ist der Dystroglykankomplex (Abb. 19.18). Er befindet sich im Skelettmuskel in den sog. Costameren, die wiederum die Z-Scheiben der Muskelfibrillen mit der Membran (Sarcolemma) verbinden.
Der Begriff Costamer bezieht sich ursprünglich auf im Skelettmuskel periodisch auftretende Querstreifen, die zwischen der Zellmembran und den Z-Linien zu finden sind. Costamere sind allgemein Bereiche, in denen Myofibrillen über die Zellmembran mit der extrazellulären Matrix verbunden sind. Im glatten Muskel finden sich auch Dystroglykankomplexe, die zelluläre Lokalisierung ist hier aber wesentlich weniger gut erforscht.
Dystrophin ist eine wichtige Komponente der Costamere. Erbliche Defekte dieses Proteins führen oft zu der im Praxisfall beschriebenen Duchenne-Muskeldystrophie (Tab. 19.4). Dystrophin ist ein extrem großes Protein (427 kDa) und Teil der Verankerung von Sarcolemma und Z-Scheiben. Es bindet einerseits an intrazelluläres Actin (bemerkenswerterweise Actin, das nicht an der Ausbildung der dünnen Filamente beteiligt ist) und andererseits an integrale Membranproteine des Dystroglykankomplexes. Außer mit Actin interagiert Dystrophin mit Syntrophin und -Dystrobrevin. Auf der membranzugewandten Seite bindet Dystrophin an einen Membranproteinkomplex, der als wesentliche Bestandteile die Glykoproteine Sarkoglykan , , und , Dystroglykan und Sarkospan enthält. Der Komplex bindet extrazellulär -Dystroglykan, das wiederum über Laminin die Verbindung zur Basallamina herstellt (Kap. 20.2.5). Am Dystroglykankomplex finden sich auch Signalproteine, z.B. die NO-Synthase. Vermutlich führen Defekte im Dystroglykankomplex durch die fehlende mechanische Stabilität und nicht durch gestörte Signalketten zu den klinischen Symptomen.

MERKE

Der Dystroglykankomplex ist eine essenzielle Komponente zur Verankerung der Muskelfasern im Gewebe. Defekte können zu schweren Myopathien führen, u.a. zur Duchenne-Muskeldystrophie.

Mechanismus der Muskelkontraktion
Myosin II und das Gleitfilamentmodell
Die Kraft und Bewegung erzeugenden Komponenten des Muskels sind Myosin und Actin. Muskelmyosin (Myosin II) besteht aus zwei schweren Ketten, die jeweils mit zwei leichten Ketten assoziiert sind, und bündelt sich aufgrund seiner langen, C-terminalen Coiled-coil-Domäne zu dicken Stäbchen zusammen (Abb. 19.19). Diese Stäbchen bilden das Gerüst der dicken Filamente. Die N-terminalen Proteinbereiche werden wegen ihrer elektronenmikroskopischen Erscheinung auch Köpfchen genannt. Da Myosin II aus zwei zusammengelagerten schweren Ketten aufgebaut ist, ragen die Myosinköpfchen immer paarweise aus dem dicken Filament heraus. Myosin bewegt sich im Zuge der Muskelkontraktion entlang dem Actin der dünnen Filamente.

Schon gewusst

Die Basis der Kontraktion von Sarkomeren wurde vor gut 50 Jahren erkannt. Zuvor hatte man bereits beobachtet, dass die Muskelkontraktion auf der Verkürzung der Sarkomerlänge beruht, aber über den Mechanismus gab es widersprüchliche Theorien. Eine plausible Hypothese besagte, dass die Verkürzung der Sarkomere auf der Ca2+-abhängigen Kondensation damals noch unbekannter Proteine der I-Bande beruhen könnte. Sir Andrew Huxley stellte dann in den 50er Jahren ein quantitatives Modell vor, das die heutige Vorstellung von sich ineinanderschiebenden Filamenten beinhaltete und experimentell überprüfbare Vorhersagen über Kontraktionsgeschwindigkeit und Kraftabhängigkeit machte. Durch eine Vielzahl von Experimentatoren, darunter maßgeblich der nicht verwandte Namensvetter Hugh Huxley, wurde das Gleitfilamentmodell bestätigt und gezeigt, dass sich alle physiologisch gemessenen Eigenschaften des Muskels quantitativ mit diesem Modell vereinbaren lassen.

Das Gleitfilamentmodell besagt, dass die dünnen Filamente durch die Wirkung von Motorproteinen des Typs Myosin II zwischen die dicken Filamente gezogen werden (Abb. 19.20). Bei Myosin II wird dabei eine Actinbindestelle vorausgesetzt, über die es mit der Energie, die bei ATP-Hydrolyse durch die Myosinköpfchen frei wird, Zug auf die dünnen Filamente ausüben kann. Durch die Anzahl von Myosinmolekülen, die zu einem gegebenen Zeitpunkt mit Actin interagieren, ergibt sich eine Gesamtkraft, die vom Muskel erzeugt wird. Die Raten, mit denen Myosin und Actin aneinanderbinden bzw. wieder auseinandergehen, bestimmen, wie schnell der Muskel kontrahieren kann.
Der Ruderschlag
Welche Eigenschaften weist Muskelmyosin auf, die es dazu befähigen, den Gleitfilamentmechanismus in Gang zu setzen? Man stellt sich vor, dass Myosin eine Art Ruderschlag auf die Actinfilamente ausübt. Nach dem Lymn-Taylor-Modell der Actomyosinkinetik gibt es vier wesentliche Intermediate im Reaktionszyklus von Myosin (Abb. 19.21). Nachdem Myosin ATP gebunden und schnell zu immer noch gebundenem ADP und Phosphat hydrolysiert hat, kann es an Actinfilamente binden. Daraufhin dissoziieren zuerst Phosphat und dann ADP sehr schnell, wodurch Myosin seine Konformation in der Art ändert, dass die Verbindung zum dicken Filament eine 5 bis 10 nm weite Verschiebung erfährt. Strukturell erklärt sich dies durch eine Hebelbewegung des stabförmigen C-terminalen Endes der Motorköpfchen. Die nun leere Nucleotidbindetasche kann ein ATP-Molekül binden, wodurch sich die Affinität von Myosin zu Actin vermindert. Das vom Filament dissoziierte Myosin wird durch ATP-Hydrolyse regeneriert und der molekulare Hebel wieder gespannt. Das Molekül ist wieder im Anfangszustand und kann erneut an Actin binden.
Der Ruderschlag von Myosin erfolgt durch Drehung einer -Helix relativ zur katalytischen Domäne und zum Actinfilament. Diese Helix befindet sich am C-Terminus der Motorköpfchen und wird durch je zwei leichte Ketten pro Myosinuntereinheit stabilisiert. Das Umschnappen dieses sog. Hebelarms erfolgt sehr schnell nach der Actinbindung und nimmt nur etwa 1% der Dauer eines kompletten kinetischen Zyklus in Anspruch (Abb. 19.21, links). Hierdurch wird gewährleistet, dass sich die vielen Myosinköpfe der dicken Filamente nicht gegenseitig ausbremsen und der Muskel schnell kontrahieren kann. Die verschiedenen Myosin-II-Isoformen, die sich in verschieden schnellen Muskeln finden, sind in ihrer Reaktionskinetik auf die Anforderungen des jeweiligen Muskels optimiert.
Da die Ablösung der Myosinmotoren vom Actinfilament von ATP abhängt, müssen im Muskel immer ausreichende ATP-Konzentrationen vorliegen. Das Fehlen von ATP wird in der Leichenstarre offensichtlich, die nach Verbrauch aller verfügbaren Energievorräte eintritt.

MERKE

Myosin II ist der molekulare Motor, der die Muskelkontraktion verursacht. Durch einen molekularen Ruderschlag seiner N-terminalen Köpfchen werden dünne und dicke Filamente gegeneinander verschoben. Der ATP-Umsatz ist an eine Affinitätsänderung zu Actin gekoppelt, wodurch der Kraftschlag an Actin und die Regeneration abgelöst von Actin erfolgen können.

Kontrolle der Actin-Myosin-Interaktion
Im ruhenden Muskel bleiben die Sarkomere in ihrem gedehnten Zustand, weil die Bindung von Myosin an Actin durch Tropomyosin verhindert wird (Abb. 19.22). Tropomyosin ist ein dimeres Coiled-coil-Protein, das lange Ketten bildet und den Actinfilamenten anliegt. Im Grundzustand verhindert es die Bindung von Myosin an Actinfilamente. Wenn der Muskel aktiviert wird und Calcium in das Zytoplasma strömt, wird das Tropomyosinfilament stufenweise zur Seite geschoben und gibt die Myosinbindestellen des Actins frei. Erst dann kann Myosin die Kontraktion der Sarkomere bewirken.
Tropomyosin reagiert nicht direkt auf die Anwesenheit von Calcium, sondern durch Vermittlung von Troponin. Troponin besteht aus drei Komponenten, TnC, TnI und TnT. Troponin C ist die calciumbindende Komponente des Komplexes, während Troponin T an Tropomyosin bindet. Troponin I hat ohne die anderen Troponinkomponenten inhibitorische Wirkung, zeigt jedoch keine Reaktion auf Calcium. Der genaue Mechanismus, wie Calciumbindung an Troponin C über Troponin I und T das Tropomyosin verschieben kann, ist noch unklar. Troponin bindet an die dünnen Filamente in einer Periodizität von einem Troponinkomplex pro sieben Actinuntereinheiten.

Klinik

Für Troponin I und Troponin T gibt es spezifisch im Herzmuskel exprimierte Isoformen. Sterben Herzmuskelzellen beim Herzinfarkt infolge eines akuten thrombotischen Verschlusses einer Koronararterie ab, so werden diese kardialen Troponine aus den Herzmuskelzellen in das Blut freigesetzt, wo sie als diagnostische Marker gemessen werden können. Die kardialen Troponine I und T sind die derzeit zuverlässigsten diagnostischen Marker für den Herzinfarkt. Normale kardiale Troponinblutspiegel innerhalb von 9 h nach Beginn der Brustschmerzsymptomatik schließen einen Herzinfarkt praktisch aus. Umgekehrt gibt es selten falsch positive Ergebnisse. Insbesondere bei fehlenden EKG-Veränderungen (etwa 20% aller Herzinfarkte) sind erhöhte Troponinspiegel im Blut ausschlaggebend für die Diagnose Herzinfarkt und damit eine intensive therapeutische Intervention. Weitere gebräuchliche, aber weniger spezifische Markerproteine sind die MB-Isoformen der Creatinkinase (CK-MB) und Myoglobin. Alle diese Biomarker haben den Nachteil, dass sie erst 4–6 h nach Beginn der Schmerzsymptomatik im Blut erscheinen, sodass nach weiteren Markern für die Frühdiagnose eines Herzinfarkts gesucht wird.

MERKE

Tropomyosin verhindert im inaktiven quergestreiften Muskel die Bindung von Myosin an F-Actin. Ca2+-Influx bewirkt, dass Troponin das Tropomyosin am Actin zur Seite schiebt, sodass Myosin II binden kann und eine Kontraktion ausgelöst wird.

Besonderheiten der glatten Muskulatur
Neben der oben beschriebenen Skelett- oder quergestreiften Muskulatur finden sich beim Menschen noch die Herzmuskulatur und die glatte Muskulatur. Histologisch, zellmorphologisch und physiologisch unterscheiden sich diese drei Gewebe erheblich, auf der biochemischen Ebene basieren sie jedoch alle auf dem Actin-Myosin-System und dem Gleitfilamentprinzip.
Während die Kontraktion des Herzmuskels ähnlich zu der des quergestreiften Muskels abläuft, verhält sich die glatte Muskulatur anders. Hier hat einströmendes Ca2+ nicht die Funktion, Troponin aus der Actinrinne mit den Myosinbindestellen zu schieben, sondern es bindet an Calmodulin. Der Ca2+-Calmodulin-Komplex aktiviert eine Kinase, die MLCK (myosin light chain kinase), die dann die regulatorische leichte Myosinkette phosphoryliert. Myosin aus glatten Muskeln bildet wie sein Pendant aus Skelettmuskeln Oligomere mit zwei schweren Ketten. Die Hebelregionen der schweren Ketten werden durch jeweils zwei leichte Ketten – eine essenzielle und eine regulatorische – stabilisiert. Das phosphorylierte Myosin wird aktiv, bindet an Actin und baut durch den myosintypischen Hebelmechanismus eine Zugspannung auf. Der kinetische Zyklus von Myosin der glatten Muskulatur ist langsam und darauf ausgelegt, lange mit dem Filament zu interagieren. Erst die Dephosphorylierung durch die MLCP (myosin light chain phosphatase) führt zum Ablösen des Motors vom Filament und in der Folge zum Nachlassen des Muskeltonus (Abb. 19.23).

MERKE

Myosine aus glattem Muskel werden nicht indirekt über Troponin aktiviert, sondern durch Phosphorylierung einer ihrer assoziierten leichten Ketten.

Myosine ohne Muskelfunktion
Myosine finden sich nicht nur im Muskel, sondern auch in anderen Geweben und Zelltypen. Die Analyse ihrer Proteinsequenzen ergibt mindestens 14 Gruppen, die als Myosinklassen bezeichnet werden.
Neben den Muskelmyosinen (Myosin II) gibt es Myosine, die nicht zwei Köpfchen, sondern nur eines besitzen (Monomere, Myosin-I-Klasse). Ferner wurden Myosin-II-Motoren in Zellen ohne Muskelfunktion gefunden. Die Bäckerhefe besitzt z.B. zwei Myosin-II-Motoren, obwohl sie nicht kontraktil ist. Myosine, die nicht direkt an der Muskelfunktion beteiligt sind, werden oft als unkonventionelle Myosine bezeichnet. Sie sind z.B. für intrazellulären Transport wichtig (Kap. 19.1.3).
Beim Menschen und bei anderen Wirbeltieren sind Myosine der Klassen I, VI und VII entscheidend am Aufbau und an der Erhaltung der Haarzellen des Innenohrs beteiligt. Sind die Gene dieser Myosine geschädigt, kommt es zu Gehörlosigkeit und Gleichgewichtsstörungen. Ein Teil dieser Myosine stellt vermutlich einen Kontakt zwischen den mechanosensitiven Ca2+-Kanälen der Haarzellen und dem Actinfilamentsystem her und dient der Adaptation der Innenohrzellen, indem sie eine mechanische Vorspannung der Ca2+-Kanäle auf- oder abbauen.
Vertreter der Myosin-V- und -VI-Klassen sind am intrazellulären Vesikeltransport beteiligt. Besonders auffällig ist das Fehlen eines Myosin-V-Gens in Mäusen, das zum Ausfall des Melanosomentransports führt und partielle Farblosigkeit des Fells bewirkt (Melanosomenmotilität, Kap. 19.1.4).

MERKE

Eine Vielzahl unkonventioneller Myosine ist für kraftabhängige intrazelluläre Prozesse verantwortlich, wie Zytokinese und Zellwanderung. Defekte in diesen Myosinen können sich in einer gestörten Entwicklung und Funktion von Hörorganen äußern.

Mikrotubuliabhängige Motorproteine

Während für Actin nur die Proteinfamilie der Myosine als assoziierte Motoren bekannt ist, kennt man für Mikrotubuli zwei grundsätzlich verschiedene Motortypen, Dyneine und Kinesine. Dyneine wurden in den 60er Jahren des vorigen Jahrhunderts als Mikrotubulimotorproteine identifiziert, die den Schlag von Zilien und Geißeln verursachen. Später wurde ein Dyneintypus entdeckt, der nicht für Geißelschlag, sondern für intrazellulären Transport verantwortlich ist. Zuletzt wurden in den 80er Jahren die Kinesine als Motoren des intrazellulären Transports gefunden, deren Struktur und molekularer Mechanismus heute bereits sehr gut verstanden sind.
Zilien- und Geißeltypen
Zilien und Geißeln sind Zellorganellen, die als Zellanhänge durch Schlagen Bewegung erzeugen. Heute weiß man jedoch, dass nicht alle Zilien beweglich sind und oft auch eine sensorische Funktion haben. Ihr definierendes Merkmal ist ihre Struktur, die auf einem Mikrotubulusring aus neun Dubletten basiert, der von einer spezialisierten Membran umgeben ist (Abb. 19.24). Man unterscheidet folgende Typen:
  • Primäre Zilien ragen als einzelne Zilien aus der Oberfläche einer Zelle und haben sensorische Funktion. Sie enthalten neun im Querschnitt ringförmig angeordnete Mikrotubulusdubletten ohne zentrales Paar (9+0-Muster). Die sensorische Zilie der Nierenzelle ist relativ gut untersucht. Die äußeren Segmente der Sehzellen (Stäbchen und Zapfen) werden als Strukturen verstanden, die sich aus sensorischen Zilien entwickelt haben (Literatur).

  • Nodale Zilien sind ebenfalls nach dem 9+0-Muster aufgebaut, finden sich im Embryo im Gastrulationsstadium und führen eine Rotationsbewegung aus. Die hierdurch erzeugte Strömung verteilt Entwicklungsfaktoren derart, dass eine normale Rechts-links-Asymmetrie im Körper ausgebildet werden kann.

  • Bewegliche Zilien (Flagellen oder Geißeln und Flimmerhärchen oder [Kino-]Zilien im engeren Sinne) enthalten außer den neun Mikrotubulusdubletten ein zentrales Mikrotubuluspaar und dienen der Bewegung. Flagellen sind meist einfach auf einer Zelle zu finden (Spermium) und undulieren derart, dass sie die Zelle als Ganzes vorantreiben (Flagellenschlag). Flimmerhärchen besetzen die Zelloberfläche in hoher Dichte und führen eine Art Ruderschlag aus, der sich wellenartig über die Population fortsetzt (Stadionwelle), was einen Flüssigkeitsstrom über der Gewebelage (Beispiel: Flimmerepithelien) oder die Zelloberfläche bewirkt (Zilienschlag, Literatur).

Klinik

Primäre Zilien scheinen eine wichtige Rolle bei der Reaktion auf Fluss- und Druckänderungen in der Niere zu spielen. Polyzystische Nieren (oder Zystennieren, engl. polycystic kidney disease) sind erblich begründet und oft auf Defekte von Proteinen in Zilien, den ihnen zugrunde liegenden Basalkörpern oder Zentrosomen zurückzuführen. Mutationen der Polycystin-1- und -2-Proteine sind die häufigste Ursache von erblichen Zystennieren. Polycystine haben sich als Untereinheiten eines Proteinkomplexes herausgestellt, der nichtselektive Kationenkanäle ausbildet. Vermutlich verursacht Polycystin auf Scherkräfte hin einen Ca2+-Influx, der essenzielle intrazelluläre Signalkaskaden in Gang setzt, die für eine normale Nierenentwicklung und -funktion nötig sind.

Aufbau von Zilien
Zilien sind Zellfortsätze, die spezielle Mikrotubulusstrukturen enthalten und von einer spezialisierten Membran umgeben sind (Abb. 19.24). Im Gegensatz zu zytoplasmatischen Mikrotubuli finden sich in Zilien keine einfach röhrenförmigen Filamente, sondern Mikrotubulusdubletten aus einem normalen Tubulus (A-Mikrotubulus) mit einem angelagerten Halbzylinder (B-Mikrotubulus). Es ist bekannt, dass Flagellentubulin oft acetyliert ist.
Zwischen benachbarten Mikrotubulusdubletten befinden sich Flagellendyneine. Sie sind in den A-Mikrotubuli verankert und können bei Bedarf an den B-Mikrotubulus einer benachbarten Mikrotubulusdublette binden. In Flagellen finden sich viele diverse Dyneinformen, die nach ihrer radiären Position Außenarm- (ODA, outer arm dyneins) und Innenarmdyneine (IDA) genannt werden. Für den Flagellenschlag sind ODA- und IDA-Dyneine der Klasse I am wichtigsten. Sie sind riesige Moleküle, die sich zu Strukturen von mehreren MDa zusammenfügen. ODAs bestehen aus je drei schweren Ketten von je gut 500 kDa, zwei intermediären (55–110 kDa) und acht leichten Ketten von 8–45 kDa.
Die neun peripheren Mikrotubulusdubletten sind in den meisten Flagellen über Radialspeichen mit einem zentralen Paar aus zwei Mikrotubuli verbunden. Der Gesamtkomplex aus Mikrotubulusdubletten, ggf. einem zentralen Paar, den Radialspeichen und den Dyneinbrücken wird auch Axonem genannt. Die Radialspeichen und das zentrale Paar haben möglicherweise stabilisierende Funktion, sind aber vielleicht auch an der Koordination der Dyneinmotoren entlang der Flagelle beteiligt. Um eine Flagelle so zu verbiegen, dass der typische Geißel- oder Zilienschlag entsteht, müssen die peripheren Mikrotubuli so gegeneinander verschoben werden, dass eine Spannung zwischen Außen- und Innenseite des Axonems zustande kommt. Hierfür ist die lokale und zeitlich kontrollierte Aktivierung von Dyneinmotoren erforderlich, die sich zwischen benachbarten A- und B-Mikrotubuli befinden.

MERKE

Zilien, Flagellen und Geißeln sind prinzipiell identische Zellausläufer, die als zentrale Strukturen einen Ring aus neun Doppelmikrotubuli mit oder ohne ein zentrales Paar besitzen (9+2- und 9+0-Muster). Eine Schlagbewegung kann durch Dyneinmotorproteine erzeugt werden, die benachbarte Doppelmikrotubuli gegeneinander verschieben und so eine Krümmung der Geißel bewirken.

Klinik

Es gibt eine Gruppe von erblichen Krankheiten, bei der die Patienten unbewegliche Geißeln aufweisen (Abb. 19.25). Da Kinozilien für das Freihalten der Atemwege verantwortlich sind, ist ein auffälliges Merkmal die Anfälligkeit für Atemwegsinfekte und chronische Bronchitis. Zum sog. Kartagener-Syndrom gehören jedoch weitere Symptome, die ebenfalls auf den Ausfall von Zilienfunktionen zurückzuführen sind. Hierzu zählen:

  • Situs inversus: Auftreten einer spiegelverkehrten Organanlage in etwa 50% der Fälle, aufgrund fehlender Funktion von nodalen Zilien in der frühen Embryonalentwicklung

  • reduzierte Fertilität: beim Mann wegen fehlender Spermienbeweglichkeit, bei der Frau wegen eingeschränkter Funktion des Flimmerepithels der Eileiter

  • erhöhte Häufigkeit eines Hydrocephalus aufgrund fehlender ependymaler Strömung.

Auf molekularer Ebene ist die primäre ziliäre Dyskinesie häufig auf Defekte in Flagellendyneingenen zurückzuführen.

Ziliengenese und intraflagellarer Transport
Da Zilien an der Spitze wachsen, müssen Tubulinuntereinheiten und andere molekulare Komponenten, die am Aufbau der Zilienspitze beteiligt sind, an das distale Ende der Zilie gebracht werden (Abb. 19.26). Hierfür hat sich ein komplizierter intraflagellarer Transport (IFT) entwickelt, an dem Dynein- und Kinesinmotoren beteiligt sind. Im Mikroskop sind große, bewegliche Strukturen (Rafts, deutsch: Flöße) sichtbar, die sich in beide Richtungen der Zilie bewegen. Diese Flöße sind große Molekülaggregate aus etlichen Dutzend Komponenten.
Der Aufbau einer Zilie beginnt am Basalkörper, der sich auch in fertigen Zilien noch an der Basis findet. Der Basalkörper ähnelt Zentriolen und weist eine Ringstruktur aus neun Tripelmikrotubuli auf. Die Minusenden der Axonemmikrotubuli sind hier verankert, sodass ihre Plusenden am distalen Zilienende liegen. In sensorischen Zilien finden sich nahe der Basis Ca2+-Kanäle, die z.B. in der Niere durch mechanische Reize aktiviert werden. Die 9+2-Struktur beweglicher Zilien bildet sich weiter distal aus. Die Axonemspitze wird durch spezielle Faktoren stabilisiert. Ein intakter IFT ist vermutlich für die Entwicklung der äußeren Segmente von Photorezeptorzellen erforderlich, die zellbiologisch als modifizierte Zilien anzusehen sind.
Flagellendynein
Dyneine sind Mikrotubulusmotoren, die zum Minusende von Mikrotubuli laufen und in Zilien und Flagellen gefunden wurden. Gemäß ihrer Funktion in Zilien sind Flagellendyneine sehr schnelle Motoren und können in einem mikroskopischen Bewegungstest Geschwindigkeiten bis zu 8 m/s erreichen.
Wie Myosine und Kinesine benötigen Dyneine ATP zur Erzeugung der Bewegung. Wie die Hydrolyse von ATP an die Krafterzeugung gekoppelt ist, ist nicht genau bekannt. Da es bisher keine Röntgen-Kristallstrukturmodelle von Dynein gibt, ist man auf niedrigauflösende elektronenmikroskopische Bildverfahren und Homologiemodelle angewiesen. Diese Daten legen nahe, dass Dynein im Kern aus sechs ringförmig angeordneten AAA-Domänen (gesprochen: Tripel-A) und einer Nicht-AAA-Domäne besteht (Abb. 19.27). In anderen Proteinen haben AAA-Domänen erwiesenermaßen ATPase-Aktivität, während im Dynein nicht alle sechs tatsächlich aktiv sind. Die schwere Dynein-Proteinkette bildet nicht nur diese siebenteilige Ringstruktur aus, sondern auch noch zwei längliche Strukturen, die aus dem Kern herausstehen. Die dickere Struktur wird Stamm genannt und verankert den Motor in vivo am A-Mikrotubulus, der dünnere Stiel dient der Bindung an einen Nachbarmikrotubulus. Die Bewegung könnte durch eine Drehung des Siebenerrings relativ zum Stamm verursacht sein, die einen Zug auf Mikrotubuli ausübt.
Zytoplasmatisches Dynein
Neben den Flagellendyneinen gibt es auch zytoplasmatisches Dynein, das nicht an der Zilienfunktion beteiligt ist. Es spielt bei verschiedenen zellulären Transportprozessen eine Rolle, u.a. dem retrograden axonalen Transport, dem Transport und der Positionierung des Zellkerns in der Zelle, der Aufhängung der mitotischen Spindel in der Zelle und dem retrograden Melanosomentransport (Kap. 19.1.4). Isoliertes zytoplasmatisches Dynein ist wesentlich langsamer als Dynein aus Flagellen und erreicht in vitro Geschwindigkeiten von etwa 0,05 m/s. Da retrograder Organellentransport von zytoplasmatischem Dynein vermittelt wird, aber in vivo Geschwindigkeiten von circa 1 m/s erreicht, nimmt man an, dass die Zelle Faktoren besitzt, die die Bewegungsfähigkeit verbessern.
Zytoplasmatisches Dynein enthält zwei identische schwere Ketten von über 500 kDa und ist mit einer Vielzahl leichter und intermediärer Ketten assoziiert (Abb. 19.28). Funktionell findet sich zytoplasmatisches Dynein in der Zelle im Komplex mit Dynactin, das wiederum aus zehn Proteinkomponenten besteht. Insgesamt ist der Dynein-Dynactin-Komplex mit 10 MDa außergewöhnlich groß. Dynactin unterstützt die Motoraktivität von Dynein, ist aber auch für die Verankerung von Dynein im Zellkortex und vermutlich an der Vesikellast verantwortlich.

MERKE

Dyneine sind wichtige Motorproteine der Zilienbewegung und des retrograden intrazellulären Transports. Flagellendyneine sind an Axonemenmikrotubuli verankert, zytoplasmatische Dyneine sind über den Dynactinkomplex mit ihrer zellulären Fracht oder dem Zellkortex verbunden.

Kinesin
Die dritte Familie von Motorproteinen, die zelluläre Fracht an Zytoskelettfilamenten entlang bewegt, ist die der Kinesine (Abb. 19.29). Die Motordomäne ist im Vergleich zu Myosinen und Dyneinen klein und umfasst etwa 350 Aminosäuren. Es gibt mindestens 14 verschiedene Klassen von Kinesinen mit spezifischer Domänenstruktur, die man in drei funktionelle Gruppen einteilen kann:
  • Eine Gruppe dient zum intrazellulären Transport von Organellen, Vesikeln, Proteinkomplexen und RNA-Partikeln (z.B. Kinesin-1, -2, -3).

  • Andere Kinesine sind am Aufbau der mitotischen oder meiotischen Spindel, an der Verbindung von Chromatin mit Mikrotubuli oder dem Fortgang der Mitose beteiligt (z.B. Kinesin-5, -7, -14).

  • Die dritte Gruppe scheint keine Motorfunktion auszuüben, sondern für die Depolymerisierung von Mikrotubuli von ihren Enden her verantwortlich zu sein (Kinesin-13).

Vesikelmotoren
Die konventionellen Kinesine der Unterfamilie Kinesin-1 wurden ursprünglich in Neuronen entdeckt. Hier dienen sie dem Langstreckentransport von zellulärer Fracht zur Axonspitze. Diese Funktion kann Kinesin erfüllen, weil es in Richtung des Mikrotubulus-Plusendes läuft und Mikrotubuli in Axonen polar mit dem Plusende zur Zellperipherie hin orientiert sind. Vermutlich gibt es mehrere verschiedene Frachtgüter von Kinesin. Man hat nachgewiesen, dass große Proteinkomplexe, die Komponenten von Signaltransduktionskaskaden beinhalten, von Kinesin gebunden werden. Aber auch Proteinkomplexe an Neurotransmitter-Rezeptoren und Neurofilamente sind wahrscheinliche Frachtgüter von Kinesin.
Eine andere Kinesinfamilie (Kinesin-3) ist eindeutig am Transport von lipidmembranumgebenen Vesikeln beteiligt. Vertreter dieser Familie interagieren mit Golgi-Vesikeln, Mitochondrien und Endozytosevesikeln. Zum Teil scheinen sie ihre Motoraktivität erst zu entfalten, wenn sie auf Lipidmembranen zu eng gepackten Gruppen assoziieren.

Klinik

Ungeachtet der genauen zellulären Fracht sind konventionelle Kinesine für das Überleben von Neuronen unverzichtbar, wie sich an einer seltenen erblichen neurodegenerativen Erkrankung zeigt, der spastischen Paraplegie. Bei einem Teil der Betroffenen liegt ein mutiertes Kinesingen vor. Bei den Patienten verkümmern die ersten Motoneuronen vom distalen Ende des Axons her, was andeutet, dass ein oder mehrere Transportgüter von Kinesin essenziell für die Integrität des Axons sind.

Mitotische Kinesine
Die mitotische Spindel besteht aus Mikrotubuli und durchläuft während der Mitose verschiedene Phasen (Abb. 19.14). In der Prometaphase baut sich der Spindelapparat auf, der in der Metaphase dazu beiträgt, die Chromosomenpaare einzufangen und in der Metaphaseplatte anzuordnen. Wenn in der Anaphase schließlich die Chromosomen an den Kinetochoren zu den Spindelpolen gezogen werden, verlängert sich die Spindel. Das bedeutet, dass der Spindelapparat gegenläufige Kräfte aushalten muss. Hierfür werden einerseits die Zentrosomen an den Spindelpolen von astralen (sternförmig in das Zytoplasma gerichteten) Mikrotubuli nach außen gezogen, andererseits von einwärtsgerichteten Kräften in der Metaphaseplatte zusammengehalten. Die auswärtsgerichteten Kräfte werden in vielen Fällen durch Dyneine im Zellkortex erzeugt, die einwärtsgerichteten durch Kinesin-5-Motoren in der Zone, in der sich die gegenläufig orientierten Mikrotubuli überlappen. Sie sind bipolar aufgebaut und schieben die gegenläufig orientierten Mikrotubuli auseinander.
Die mitotische Spindel enthält weitere Kinesinmotoren, die z.T. in der Nähe der Metaphaseplatte liegen. Man kennt hier einen Ncd genannten Motor der Kinesin-14-Familie, deren Mitglieder man C-terminale Kinesine nennt, weil die Motordomäne im Gegensatz zu anderen Kinesinfamilien am C-terminalen Ende des Proteins liegt. Er kann antiparallel liegende Mikrotubuli vernetzen, da er im N-terminalen Bereich eine (nicht kinesinspezifische, ATP-unabhängige) Mikrotubulibindestelle besitzt. Bemerkenswerterweise bewegen sich Ncd und andere Motoren der Kinesin-14-Familie anders als alle anderen Kinesine zum Minusende der Mikrotubuli. Man stellt sich vor, dass die retrograden Kinesin-14-Motoren deswegen die Mitosespindel zusammenziehen können.
Schließlich finden sich auch in der Nähe der Spindelpole Kinesinmoleküle. Ein Typus, Kinesin-13 (Beispiel: MCAK, mitotic centrosome-associated kinesin) ist anscheinend gar kein Motorprotein, sondern für die Degradation von Mikrotubuli an den Spindelpolen zuständig. Andere spindelpolständige Kinesine besitzen aber Motorfunktion und ziehen Mikrotubuli während des fließbandartigen Tubulinflusses in der Metaphase in Richtung der Zentrosomen.
Motormechanismus
Kinesine bewegen sich mit unterschiedlichen Mechanismen entlang von Mikrotubuli. Kinesin-1-Motoren bilden Strukturen mit zwei strukturell identischen Motorköpfen und bewegen sich schrittweise entlang von Mikrotubuli. Während einer der beiden Köpfe am Filament verankert bleibt, bewegt sich der andere Kopf zur nächsten, 8 nm entfernten Bindestelle auf dem Mikrotubulus. Der erste Kopf löst sich erst dann ab, wenn der zweite in eine fest mikrotubulibindende Konformation übergegangen ist, und kann erst bei erneuter ATP-Bindung selbst einen weiteren Schritt ausführen. Offenbar wird dies durch perfekt abgestimmte kinetische Muster der beiden Partnermotorköpfe ermöglicht, die in ATP- und mikrotubuliabhängiger Weise ihre Affinität zu Mikrotubuli ändern. Insgesamt ergibt sich eine Bewegung von Kinesin-1, die durch viele aufeinanderfolgende Schritte entlang vom Filament gekennzeichnet ist (prozessive Bewegung). Nicht im Detail verstandene strukturelle Besonderheiten von Kinesin-1 führen dazu, dass der voranschreitende Kopf immer an eine Mikrotubulibindestelle in Plusendrichtung vom Mikrotubulus bindet (Abb. 19.30).
Nicht alle Kinesinfamilien funktionieren nach diesem Bewegungsschema. Die depolymerisierenden Kinesine der Klasse 13 z.B. scheinen entlang des Mikrotubulus zu diffundieren. Interessant sind auch Kinesin-14-Motoren mit reverser Bewegung, die sich in Richtung des Mikrotubuli-Minusendes bewegen. Dies geschieht nicht in der prozessiven Weise von Kinesin-1. Dieser Motor scheint vielmehr einen Hebelschlag auszuüben, vergleichbar dem Skelettmuskelmyosin.

MERKE

Kinesine sind eine Proteinfamilie, von der die meisten Mitglieder Bewegung verursachen. Sie bewegen zelluläre Fracht, bauen Kräfte in der Mitosespindel auf und beeinflussen direkt die Mikrotubulusdynamik.

Gemeinsame Eigenschaften von Zytoskelettmotoren
Die Diskussion von Myosinen, Dyneinen und Kinesinen hat gezeigt, dass jede der drei Superfamilien molekularer Motoren ganz eigene Eigenschaften aufweist, aber dennoch einige gemeinsame Eigenschaften auffallen (Abb. 19.31). Alle drei Motortypen arbeiten abhängig von polaren Filamentsystemen des Zytoskeletts. Sie weisen eine Affinität zum Filament auf, die durch ATP und seine Hydrolyseprodukte moduliert wird. Wie die Affinität im Zusammenhang mit dem Nucleotid steht, hängt vom konkreten Motor ab. Muskelmyosin ist im nucleotidfreien Zustand fest an F-Actin gebunden und wird durch ATP-Aufnahme wieder abgelöst. Die schwach bindende Konformation enthält die Hydrolyseprodukte ADP und Phosphat. Konventionelles Kinesin bindet auch im ADP-gebundenen Zustand an Mikrotubuli und verliert daraufhin das Nucleotid. Erst nach erneuter ATP-Bindung und Hydrolyse kann sich Kinesin vom Mikrotubulus lösen, wenn es wieder einen ADP-gebundenen Zustand annimmt.
Alle drei Motorproteinklassen erfahren während der ATP-Hydrolyse Konformationsänderungen. Kleine, primäre Strukturänderungen in der Nähe der ATP-Bindetasche werden zu größeren verstärkt, die dann das primäre Ereignis der Bewegungserzeugung darstellen. Hier wiederum unterscheiden sich die drei Motortypen, und Myosine führen primär einen Hebelschlag der relativ langen und steifen Hebelarm-Domäne durch, während bei Kinesinen eine strukturelle Änderung einer kurzen Region von nur etwa zehn bis zwölf Aminosäureresten die Grundeinheit der Bewegung darstellt. Ähnlich genaue Aussagen über den Dyneinmechanismus sind wegen der mangelhaften Strukturdaten nicht möglich. Aber auch hier deuten die vorhandenen Beobachtungen darauf hin, dass die ATP-Hydrolyse über komplexe Kommunikationswege ein Abrollen des Motors entlang vom Filament verursacht.

Schon gewusst

Bakterien haben ganz eigene Fortbewegungsmechanismen. Viele Bakterien schwimmen in flüssigem Medium durch Rotation einer schraubigen Geißel. Die Bakteriengeißel ist völlig anders als die eukaryontische Geißel aufgebaut und ist ein Zellanhang aus Flagellin. Die Drehrichtung der Flagelle kann sich von Zeit zu Zeit in regulierter Weise umschalten, was die Escherichia-coli-Zelle für chemotaktische Fortbewegung nutzt. Die schraubige Form der Flagelle führt dazu, dass sich bei Drehung im Uhrzeigersinn mehrere Flagellen ineinander verheddern und eine lineare Schwimmbewegung verursachen, während die Drehung gegen den Uhrzeigersinn dem Bakterium die Haare zu Berge stehen lässt, wodurch eine Taumelbewegung einsetzt und eine neue Orientierung der Zelle bewirkt.

ZUSAMMENFASSUNG

In eukaryontischen Zellen sind drei wichtige Filamentsysteme bekannt. Nach zunehmender Dicke sind dies Actinfilamente, Intermediärfilamente und Mikrotubuli. Sie werden unter dem Begriff Zytoskelett zusammengefasst und dienen im weiteren Sinne den mechanischen Eigenschaften von Zellen.

Intermediärfilamente sind meist statische Strukturen und beeinflussen die Zellstabilität passiv, indem sie die Scherbelastbarkeit erhöhen. Sie dienen auch als intrazelluläre Verankerung von Hemidesmosomen und Desmosomen (Kap. 20).

Die verschiedenen Typen von Intermediärfilamentproteinen sind spezifisch für bestimmte Zell- und Gewebetypen.

Actinfilamente und Mikrotubuli sind einem dynamischen Auf- und Abbau unterworfen und benötigen für ihre Polymerisations-/Depolymerisationsdynamik die Energie aus ATP- bzw. GTP-Hydrolyse. Beide Zytoskelettsysteme beruhen auf polaren Filamenten.

Die Polymerisation von Actin ist stark genug, um in einer Zelle aktiv Zellausläufer zu formen und so Zellbewegung einzuleiten. Fokalkontakte, Tight junctions und Zonula-adhaerens-Kontakte, die für die Zellwanderung bzw. die Verankerung im Gewebe wichtig sind, finden im Actinzytoskelett ihr intrazelluläres Widerlager (Kap. 20).

Der Laufbandmechanismus der Polymerisation (Treadmilling) von Actin gewährleistet einen raschen Durchsatz frischer Actinmonomere. Um actinvermittelte Zellaktivitäten zu kontrollieren, ist die Polymerisation durch actinbindende Proteine hochgradig reguliert.

Zusammen mit Myosinmotorproteinen kann Actin die Kontraktion von Zellen bewirken. Dies ist z.B. für das Nachziehen des hinteren Teils wandernder Zellen relevant, für die Abschürung von Tochterzellen nach der Mitose, aber auch für die Muskelkontraktion. Die Kontraktion von Muskelzellen beruht auf dem Ineinandergleiten dünner (Actin enthaltender) und dicker (Myosin enthaltender) Filamente.

Muskeln weisen kompliziert aufgebaute Zellstrukturen auf, die für die mechanische Stabilität nötig sind. Eine Vielzahl teils schwerer Erbkrankheiten, wie die Duchenne-Muskeldystrophie, beruht auf Defekten von Strukturproteinen des Muskels.

Mikrotubuli bilden die Grundlage der mitotischen Spindel, von Zilien, Zentriolen und von zellulären Transportbahnen. In tierischen Zellen sind sie meist mit ihrem Minusende in einem Mikrotubuliorganisationszentrum verankert und weisen dynamisches Verhalten am Plusende auf.

Motorproteine vom Dyneintyp können Mikrotubuli als Substrat benutzen und bewegen sich in Richtung der Mikrotubuli-Minusenden. Motorproteine vom Kinesintyp laufen ebenfalls entlang von Mikrotubuli, bis auf eine Ausnahme aber in die entgegengesetzte Richtung.

Zilien und Geißeln basieren auf Mikrotubuli und führen ihre Schlagbewegung aufgrund von Dyneinaktivität aus.

Die Bewegungsereignisse der Mitose beruhen hauptsächlich auf der Dynamik von Spindelmikrotubuli und der Wirkung von Mikrotubulimotorproteinen.

Fragen

  • 1.

    Ordnen Sie die drei wichtigsten Zytoskelettelemente ihrer durchschnittlichen Größe nach.

  • 2.

    Welche Zytoskelettsysteme bilden polare Stukturen aus?

  • 3.

    Welche Zytoskelettsysteme unterliegen einem dynamischen Auf- und Abbau?

  • 4.

    In welchen Zellen kommt Vimentin vor?

  • 5.

    In welchen Zellen kommt Zytokeratin vor?

  • 6.

    In einem Tumor wurde das Intermediärfilament Desmin gefunden. Aus welchem Zelltyp stammt daher der Primärtumor vermutlich?

  • 7.

    Actin kann sich dynamisch verlängern oder verkürzen. An welchem Ende erfolgt der Einbau neuer G-Actin-Untereinheiten vorzugsweise?

  • 8.

    Thymosin-4, Profilin und Cofilin sind wichtige Proteine, die Actinmonomere binden. Wie beeinflussen sie die Actindynamik?

  • 9.

    Der Arp2/3-Komplex kann seitlich an Actinfilamente binden. Welche Funktion hat er dort?

  • 10.

    Was sind Actin-Stressfasern (oder Actinkabel)?

  • 11.

    Während der Embryogenese spielt die zielgerichtete Zellwanderung eine wichtige Rolle. Welche Zytoskelettelemente begünstigen die Wanderung der Neuralleistenzellen?

  • 12.

    Wie sind die dünnen Filamente im Sarkomer fixiert?

  • 13.

    Woraus bestehen die dicken Filamente des quergestreiften Muskels?

  • 14.

    Wo sind die N- und C-terminalen Enden des Muskelproteins Titin verankert?

  • 15.

    Das Fehlen welchen Proteins verursacht die Duchenne-Muskeldystrophie?

  • 16.

    Die Dynamik von Mikrotubuli ist Voraussetzung für den erfolgreichen Ablauf der Mitose. Welche Substanzen behindern diese Dynamik?

  • 17.

    Welches Motorprotein ist verantwortlich für den anterograden (retrograden) axonalen Transport?

  • 18.

    Was sind Axoneme?

  • 19.

    Welche Funktionen haben nichtbewegliche Zilien?

023 IMPP-Fragen

Literatur und weiterführende Informationen

Weiterführende Informationen zu primären Zilien,

Weiterführende Informationen zu primären Zilien: http://www.bowserlab.org/primarycilia/ciliumpage2.htm

Literatur zu beweglichen Zilien,

Literatur zu beweglichen Zilien: vgl. http://starcentral.mbl.edu/eutree_workshop/protistiary/rarbur/rarbur_01.htm

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