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B978-3-437-41357-5.00022-3

10.1016/B978-3-437-41357-5.00022-3

978-3-437-41357-5

Grundsätzlicher Aufbau eines Transistorverstärkers; Einzelheiten s. Text. Zur besseren Übersicht ist die Gesamtschaltung in die Teilstromkreise 1 und 2 aufgeteilt. T = Transistor; B = Basis; K = Kollektor; E = Emitter; R1 und U1 bzw. R2 und U2 = Festwiderstände und Spannungsquellen im Teilstromkreis 1 bzw. 2; I = Strommessinstrument; a, b = Ableitungselektroden am Messobjekt.

[22.1]

Aliasing-Effekt. Liegt die Abtastfrequenz (blaue Kreise bezeichnen die jeweiligen Abtastzeitpunkte) bei einer Digitalisierung analoger Daten unter der Signalfrequenz (rot), so werden die hochfrequenten Signalanteile als niederfrequente abgetastet. Als Resultat wird ein niederfrequentes Signal vorgetäuscht (blaue Kurve).

Funktionsweise eines Kathodenstrahloszillografen; Einzelheiten s. Text. a Aufbau und Verschaltung der Kathodenstrahlröhre. b Spannungsänderungen an den horizontalen Ablenkungsplatten während eines bioelektrischen Signals. c Spannungsänderungen an den vertikalen Platten zur Zeitablenkung.

[22.1]

Schaltung zur Reizung eines Nervs mit Gleichstrom unterschiedlicher Intensität. E1, E2 = Reizelektroden, W = Widerstandsdraht, S = Schalter; Einzelheiten s. Text.

[22.1]

Anordnung zur Reizung eines Nervs mit rechteckigen Stromimpulsen variabler Amplitude und Dauer. Die Reizamplitude wird mithilfe einer Potentiometerschaltung und die Reizdauer durch ein Helmholtz-Pendel festgelegt. P = Helmholtz-Pendel mit den Kontakten K1 und K2; E1, E2 = Reizelektroden; W = Widerstandsdraht; S = Schalter; Einzelheiten s. Text.

[22.1]

Bestimmung des Brechungsindex. Bei einem Einfallswinkel (ε) von 90°, wenn also ein Lichtstrahl tangential aus einem optisch dünneren in ein optisch dichteres Medium eintritt, errechnet sich der Brechungsindex n = 1/sin α; α wird auch als Grenzwinkel der Totalreflexion bezeichnet.

[22.1]

Scheiner'scher Versuch. N = Nahpunkt, P = Punkt innerhalb des Nahpunktabstandes, F = Brennpunkt auf der Netzhaut, P1 und P2 = erregte Stellen auf der Netzhaut; Einzelheiten s. Text.

[22.1]

Strahlengang beim Augenspiegeln. I Strahlengang für die Beleuchtung des Augenhintergrundes. Der von der Lichtquelle La ausgehende, auf einen Planspiegel (Sp) auftreffende Strahlenkegel wird von diesem als Strahlenkegel (divergenter Strahlengang) reflektiert und hinter der Netzhaut vereinigt, sodass eine große Fläche der Netzhaut beleuchtet wird. Der beleuchtende Strahlengang ist in jedem Fall der Gleiche, sodass er in den Abb. lI–V weggelassen wurde. II Augenspiegeln im aufrechten Bild ohne Kreuzung der abbildenden Strahlen. Die von einem beleuchteten Punkt der Netzhaut ausgehenden Strahlen werden bei Emmetropie und Akkommodationslosigkeit von Arzt (A) und Patient (P) punktförmig auf der Netzhaut des Arztes vereinigt. Die Pfeile stellen hierbei das Netzhautbild des Patienten und die Abbildung desselben auf der Netzhaut des Arztes dar. Bei parallelem (!) Strahlengang zwischen Arzt und Patient wird die Netzhaut des Patienten daher scharf auf der Netzhaut des Arztes abgebildet. Da Abbildungen im Auge grundsätzlich seitenverkehrt und umgekehrt entstehen, sieht der Arzt das auf seiner Netzhaut abwärts gerichtete Bild tatsächlich aufrecht. Anders als beim Augenspiegeln im umgekehrten Bild sieht er nur ein virtuelles Bild. III Augenspiegeln im umgekehrten Bild, mit Kreuzung der abbildenden Strahlen bei R (reelles Bild des Augenhintergrundes von P) durch Vorhalten eines Sammelglases vor das Auge des Patienten. Der Arzt akkommodiert auf den Abstand R, die Akkommodation ist durch Verdickung des vorderen Linsenteils angedeutet. Das auf seiner Netzhaut entstehende Bild ist wie beim Patienten aufwärts gerichtet, weshalb er es als umgekehrtes Bild sieht. IV und V Objektive Bestimmung einer Refraktionsanomalie mithilfe des Augenspiegels. Da beim Augenspiegeln im aufrechten Bild ein paralleler Strahlengang zwischen beiden Augen Voraussetzung für ein scharfes Sehen der Netzhaut des Patienten ist (s. II), muss im Falle der Hyperopie (IV) bzw. Myopie (V) des Patienten ein entsprechendes Korrekturglas vorgesetzt werden, damit die divergent bzw. konvergent austretenden Strahlen parallel ausgerichtet werden und so – bei Akkommodationslosigkeit von Arzt und Patient – das Netzhautbild des Patienten vom Arzt scharf gesehen wird. Die Methode ist deshalb von Bedeutung, weil es damit möglich ist, eine Refraktionsanomalie auch dann objektiv zu bestimmen, wenn der Patient nicht mitarbeiten kann oder will. Die Optometermethode und die Untersuchung mit Sehschärfentafeln verlangen dagegen die Mitarbeit des zu Untersuchenden.

[22.1]

Bestimmung des Winkels der Sehschärfe. d = Punktsehschärfe, kleinste Entfernung von 2 Punkten, die eben noch getrennt wahrgenommen werden, K = Knotenpunkt, E = Betrachtungsabstand, x = Bilddistanz auf der Netzhaut.

[22.1]

Anordnung zur Untersuchung des isolierten Warmblüterherzens (Herz-Lungen-Präparat nach Starling). Ao.-Dr. = Manometer zur Registrierung des Aortendrucks; W = Windkessel; K, P, Dr. = Modell des Strömungswiderstandes im peripheren Kreislauf. Der Gummischlauch (K), der sich in einer starrwandigen Kapsel (P) befindet, kann von außen mit verschiedenen Drücken (Dr) komprimiert werden; H.-Schl. = Heizschlinge, V = Vorratsgefäß, V.Z.-Dr. = Mechanismus zur Einstellung des venösen Zuflusses, V.-Dr. = Manometer zur Registrierung des Drucks im rechten Vorhof.

[22.1]

Blutdruckmessung beim Menschen (Schema). Zwei Druckpulskurven sind als Druck-Zeit-Funktion eingetragen.

[22.1]

Konzentration eines Farbstoffs im arteriellen Blut (Ordinate) nach dessen intravenöser Injektion zum Zeitpunkt 0. Der erste Konzentrationsgipfel wurde unter Vernachlässigung des Wiederanstiegs auf null extrapoliert (gestrichelte Weiterführung der Kurve). Die mittlere Konzentration wurde durch Halbierung der integrierten Fläche unter der Konzentrationskurve erhalten.

[22.1]

Prinzip der Durchflussmessung mit Doppler-Sonografie. Der Schallkopf emittiert zunächst Schall in Flussrichtung des Gefäßes (1). Dieser wird an der Gefäßwand (teilweise) reflektiert und trifft mit einer messbaren Verzögerung schließlich auf den Schallaufnehmer. In einem zweiten Schritt wird Schall entgegen der Flussrichtung emittiert (2) und wiederum die Zeitverzögerung gemessen. Gegen den Strom ist diese größer; aus der Differenz der Verzögerungen kann auf die Strömungsgeschwindigkeit geschlossen werden.

Indikatorauswaschkurven (a) und deren Auswertung (b) zur Bestimmung der Gewebedurchblutung. Ordinate = Indikatorkonzentration (E) im Gewebe in willkürlichen Einheiten. a Zum Zeitpunkt E wird rasch eine bestimmte Indikatormenge in die Blutbahn injiziert und dadurch anschließend in das Gewebe eingewaschen. Vom Zeitpunkt A an überwiegt der Auswaschvorgang, der bei hoher Gewebsdurchblutung (1) schnell, bei geringerer Gewebsdurchblutung (2) langsamer verläuft. b Trägt man die Ordinatenwerte der Kurve A gegen eine logarithmisch unterteilte Ordinate auf, so lässt sich direkt die Steilheit der Auswaschkurven ermitteln.

[22.1]

Anordnung zur Volumenregistrierung einer Extremität (Plethysmograf); Einzelheiten s. Text.

[22.1]

Blutkörperchenzählapparat. a Mischpipette zum Aufsaugen und zur Verdünnung des Blutes auf 1 : 100. b Zählkammer im Längsschnitt mit Deckglas (oben) und in der Aufsicht ohne Deckglas (unten). c Bild der gefüllten Kammer im Mikroskop.

[22.1]

Absorptionsstreifen im Spektrum des Blutes bei verschiedenen Hb-Formen. Die oberhalb der Spektren eingetragenen Zahlen bezeichnen die Wellenlänge in nm. C–G = Fraunhofer'sche Linien.

[22.1]

Viskosimeter nach W. R. Hess; Einzelheiten s. Text.

[22.1]

Anordnung zur Luft- und Blutgasanalyse; Einzelheiten s. Text.

[22.1]

Prinzip der Sauerstoffdruckmessung mit der Platinelektrode. a Polarografische Messanordnung; Pt = Platinelektrode, AgAgCl = Referenzelektrode aus Silbersilberchlorid, U = Spannungsmessinstrument zur Einstellung der Polarisationsspannung, I = Strommessinstrument zur Registrierung des Polarisationsstroms. Über die Gaszufuhr kann die Flüssigkeit mit verschiedenen Sauerstoff-Stickstoff-Gemischen äquilibriert werden. b Charakteristische Strom-Spannungs-Beziehungen des Messkreises im Bildteil a bei verschiedenen Sauerstoffkonzentrationen der Flüssigkeit (Kurven 1, 2 und 3). c Beziehung zwischen dem O2-Gehalt bzw. dem O2-Druck der Flüssigkeit und dem Polarisationsstrom bei konstanter Polarisationsspannung.

[22.1]

pH-Messung mit der Glaselektrode. U = Messinstrument zur Spannungsregistrierung. Mit steigender H+-Ionen-Konzentration in der Flüssigkeit nimmt die Anzahl der H+-Ionen zu, die mit dem H+-Ionen-empfindlichen Glasanteil reagieren (a, b).

[22.1]

Prinzip der CO2-Druckmessung. U = Messinstrument zur Spannungsregistrierung; Einzelheiten s. Text.

[22.1]

Sauerstoffverbrauchsmessung mit einem Spirometer. Der Proband atmet reinen Sauerstoff aus der Glocke. Kohlendioxid aus der Ausatemluft wird vollständig im CO2-Absorber entfernt. Mit dem Sauerstoffverbrauch sinkt die Menge des Gasvolumens im Zylinder. Als Folge zeigt die Kurve der Atemzugvolumina eine Steilheit, die dem Sauerstoffverbrauch pro Zeiteinheit proportional ist. Sauerstoff kann kontrolliert über einen Zufluss hinzugegeben werden.

[22.1]

Prinzip der MRT. a Protonen liegen normalerweise ungeordnet (a1) im Gewebe vor, richten sich aber nach Einwirkung eines starken Magnetfeldes (a2) an diesem aus. b Klappung der Rotationsachse der Protonen nach Einschalten eines Impulses mit Radiofrequenz. Durch Zurückklappen der Protonen nach Abschalten des Radiosignals kommt es zum Wiederanwachsen des ursprünglichen Magnetfeldes (T1) und zur Abschwächung des neu entstandenen, meist rechtwinklig zu T1 liegenden Magnetfeldes T2.

Prinzip der konfokalen Mikroskopie. Kurzwelliges, energiereiches Licht aus einer starken Lichtquelle (hier einem Laser) durchtritt einen semitransparenten (dichroitischen) Spiegel, der für kurzwelliges Licht durchlässig ist und langwelliges Licht reflektiert. Es fällt über die Linse auf das Untersuchungsobjekt/Präparat und wird in der Brennebene gebündelt. Im Präparat regt es Fluorophore an, die ihrerseits längerwelliges Licht abgeben. Durch die Bündelung geschieht dies vor allem in der Brennebene; Streulicht aktiviert die Fluorophore nur in geringem Maße. Das von den Fluorophoren abgegebene längerwellige, vom Spiegel nunmehr reflektierte Licht wird durch die Linse wiederum gebündelt, wobei der Brennpunkt genau in einer Lochblende zu finden ist, die im abgeknickten Strahlengang des reflektierten Lichts positioniert ist. Hinter der Lochblende befindet sich der Detektor (z.B. eine Kamera). Durch diese Anordnung wird gestreutes Licht, dessen Brennpunkt vor oder hinter der Lochblende liegt, nicht auf den Detektor fallen. Insgesamt wird so sichergestellt, dass das von den Fluorophoren emittierte Licht im Wesentlichen aus der Brennebene im Präparat kommt. Hierdurch wird die Tiefenschärfe des Bildes erheblich gegenüber konventioneller Mikroskopie erhöht.

[22.1]

Verfahrensschritte bei Durchführung einer PCR. Im ersten Schritt wird die cDNA durch Hitze denaturiert. Im zweiten Schritt wird das Reaktionsgemisch abgekühlt, und die 2 Primer können an die DNA binden (Annealing, Primer-Hybridisierung). Beim dritten Schritt werden, ausgehend von den Primern, die komplementären Stränge durch die Polymerase gebildet. Die Temperatur ist bei diesem Schritt auf die optimale Aktivität der Polymerase eingestellt. Durch Wiederholung der Schritte entstehen gezielt multiple Kopien des gesuchten DNA-Abschnitts.

[22.2]

Physiologische Methodik

R. Köhling

Im Folgenden werden einige physiologische Methoden und Untersuchungstechniken beschrieben, die in der experimentellen Arbeit, vor allem aber für die klinische Tätigkeit eine Rolle spielen. Hierbei ist nicht beabsichtigt, eine ins Einzelne gehende Gebrauchsanweisung für physiologische Untersuchungsmethoden zu geben, sondern es soll hier das Prinzip derjenigen Methoden und Apparate dargestellt werden, deren Beschreibung im Lehrbuch zum Verständnis der Zusammenhänge nicht unbedingt erforderlich erschien, deren Kenntnis jedoch für den Medizinstudierenden von Bedeutung ist.

Elektrophysiologische Registrier- und Reizanordnungen

Um die bioelektrische Aktivität von z.B. Nerven- und Muskelzellen zu erfassen, ist es zunächst notwendig, eine elektrisch leitende Verbindung zwischen der Messanordnung und den betreffenden Zellen bzw. Zellverbänden mithilfe von Elektroden herzustellen. Da biologische Potenziale in der Regel nur klein sind, müssen sie durch elektronische Verstärker an Amplitude vergrößert werden, bevor sie anschließend durch Registriereinrichtungen sichtbar gemacht und aufgezeichnet werden können. Schließlich ist es bei der Funktionsanalyse potenzialgenerierender Strukturen häufig unumgänglich, nicht nur ihre spontane Aktivität, sondern auch ihre Reaktion auf elektrische Reize zu untersuchen. Im Folgenden wird die prinzipielle Funktionsweise der methodischen Vorrichtungen beschrieben, die im Rahmen bioelektrischer Untersuchungen bei den soeben skizzierten experimentellen Schritten Anwendung finden.
Elektroden
Die Ankoppelung von potenzialgenerierenden Zellen an elektronische Verstärker- und Registrieranordnungen erfordert immer 2 Elektroden. Nach der Lokalisation dieser Elektroden lassen sich grundsätzlich intrazelluläre und extrazelluläre Ableitungen unterscheiden.
Intrazelluläre Ableitungen des Membranpotenzials
Zur Registrierung des Membranpotenzials einer Zelle ist es notwendig, die Spannungsdifferenz zwischen Intra- und Extrazellulärraum zu bestimmen. Bei einer intrazellulären Registrierung muss somit die Spitze der einen Elektrode so klein sein, dass damit die Zellmembran durchstochen werden kann, ohne die bioelektrische Aktivität der Zelle zu verändern. Hierzu wird in der Regel eine scharf ausgezogene Glaspipette mit einem Spitzendurchmesser < 1 μm mit einer kaliumhaltigen (Zusammensetzung des Intrazellulärraums!) Flüssigkeit gefüllt (z.B. KCl oder KCH3SO4). Durch diese konzentrierte Elektrolytlösung wird der Innenraum der Elektrode elektrisch leitend. Die nachgeschalteten elektronischen Geräte werden in der Regel über einen Ankoppelungsstift aus Silber verbunden, der in das weite Ende der Kapillare eingeführt wird. Die Verbindung zum Extrazellulärraum wird durch eine großflächige Elektrode hergestellt, die aus demselben Material wie der Ankoppelungsstift in der Mikroelektrode verfertigt sein sollte. Diese Elektrode wird als indifferente Elektrode oder besser als Referenzelektrode bezeichnet. In der Regel dient hierzu eine dem Präparat ferne Badelektrode (bei In-vivo-Ableitungen eine Elektrode auf dem Nasenbein o.Ä.). Die Messelektrode wird mithilfe eines Elektromotors/Piezokristalls, der einen mikrometergenauen Vortrieb erlaubt, in die Zelle eingestochen. Die Spannung wird über einen Differenzverstärker gegen eine Referenzelektrode gemessen.
Intrazelluläre Ableitungen von transmembranalen Strömen
Zur Registrierung transmembranaler Ströme kann im Wesentlichen so verfahren werden, wie bei der intrazellulären Registrierung des Membranpotenzials; statt Spannung wird hierbei lediglich Strom gemessen. Da allerdings das Ausmaß der Ionenströme über die Membran wesentlich vom treibenden Gradienten abhängt, also von der Differenz zwischen dem Gleichgewichtspotenzial und dem aktuellen Membranpotenzial, muss zur korrekten Bestimmung der Ströme zusätzlich das Membranpotenzial gemessen und kontrolliert („geklemmt“) werden können (sog. Spannungsklemme). Hierzu bestehen 3 Möglichkeiten:
  • Zwei-Elektroden-Spannungsklemme: Neben der strommessenden Elektrode wird eine zweite Elektrode in die Zelle eingestochen; über diese Elektrode kann die Spannung gemessen und ggf. über einen Rückkoppelungsverstärker durch Strominjektion in die Zelle korrigiert werden (Kommandopotenzial). Dieses Verfahren ist nur bei relativ großen Zellen anzuwenden.

  • Ein-Elektroden-Spannungsklemme: Die Messelektrode dient abwechselnd der Strom- und der Spannungsmessung, wobei der Verstärker zwischen beiden Messanordnungen mit hoher Frequenz wechselt (20–40 kHz).

  • Membranfleck-Klemme (Patch-Clamp): Bei diesem Verfahren wird eine relativ großlumige Mikroeletrode (1–10 μm Spitzendurchmesser) auf die Zellmembran aufgesetzt. Aufgrund der glatten Oberfläche der Glasspitze „verklebt“ die Membran mit dem Glasrand der Elektrode, wenn man die Zelle leicht ansaugt. In der gebräuchlichsten Messanordnung wird die in der Öffnung der Elektrodenspitze befindliche Membran durch Unterdruck zerrissen – die Pipette hat so einen elektrischen Zugang zur Zelle mit einem wesentlich geringeren Widerstand, als dies bei einer scharfen Mikroelektrode der Fall ist. Der über die Membran der Zelle fließende Strom kann nun über die Elektrode gemessen werden. Gleichzeitig wird der gemessene Strom über einen elektrischen Widerstand im Verstärker in ein Spannungs-signal umgewandelt. Voraussetzung hierfür ist, dass der Widerstand der Elektrode hierbei kompensiert und so die Messung nicht verfälscht wird. Weicht das Spannungssignal von der erwünschten Membranspannung ab, wird über einen Rückkoppelungsverstärker so lange Strom injiziert, bis das erwünschte Potenzial erreicht ist. Dieses Kommandopotenzial kann also durch den Rückkoppelungsmechanismus verändert werden; der Strom, der injiziert werden muss, um dieses Potenzial zu erhalten, entspricht (mit umgekehrtem Vorzeichen) dem Strom über die Membran.

Extrazelluläre Registrierung/Feldpotenzialregistrierung
Feldpotenziale
Die Entstehung von Feldpotenzialen wird in Kap. 6.1 eingehend erläutert (Abb. 6.2). Kurz gefasst ergeben sich Feldpotenziale aus extrazellulären Strömen entlang der Membranen erregbarer Zellen, die aufgrund eines transmembranalen Stromflusses z.B. bei synaptischer Aktivität auftreten. Durch den transmembranalen Strom entsteht ein Ladungsgradient im Extrazellulärraum (Ladungen gehen schließlich hier verloren und fließen in die Zelle), wodurch Ladungsträger nunmehr auch im Extrazellulärraum an den Ort fließen, wo sie in die Zelle abflossen. Der Strom über den Widerstand des Extrazellulärraums bedingt einen Spannungsabfall (Ohmsches Gesetz!), der extrazellulär erfasst werden kann. Bedingung hierfür ist eine annähernd gleiche räumliche Ausrichtung der aktivierten Zellen. Feldpotenzialänderungen sind Grundlage des Elektroenzephalogramms (EEG), Elektrokardiogramms (EKG), Elektromyogramms (EMG), Elektrookulogramms (EOG) usw.
Extrazelluläre Ableitung
Zur extrazellulären Ableitung der bioelektrischen Aktivität befinden sich die beide Elektroden im Extrazellulärraum. Sie werden in den verschiedensten Formen meist aus Glaskapillaren, aber auch aus Metallen wie Silber, Wolfram oder Platin hergestellt:
  • Sind beide Elektroden im elektrischen Feld des potenzialgenerierenden Gewebes lokalisiert, so spricht man von einer bipolaren Ableitung.

  • Wird das betreffende elektrische Feld ganz überwiegend nur von einer Elektrode erfasst, während die andere Elektrode entfernt vom aktuellen bioelektrischen Geschehen gelegen ist, so liegt eine unipolare Ableitung vor. Dabei wird die potenzialnahe Elektrode als differente oder aktive Elektrode, die potenzialferne Elektrode als indifferente Elektrode oder Referenzelektrode bezeichnet.

Elektrodenpotenziale
Insgesamt wird von Elektroden also die Ankoppelung von biologischen Geweben an die elektronischen Registrierinstrumente hergestellt. Dementsprechend geht die ionale Stromleitung in Geweben an den Elektroden in die metallische Leitung in den nachgeschalteten Geräten über. An solchen Grenzflächen von Elektrolytlösungen und Metallen entstehen immer Potenziale, die sich zu den biologischen addieren, die sog. Elektrodenpotenziale. Entstehen an beiden Elektroden Potenziale gleicher Polung und Amplitude, so heben sie sich bei der nachgeschalteten Verstärkung wieder auf. Da diese Bedingungen jedoch nur selten gegeben sind, ist es wesentlich, die Elektrodenpotenziale so klein und konstant wie möglich zu halten. Genau dies ist aber bei den häufig verwendeten Ankoppelungsmetallen Silber und Platin nicht der Fall: Sie erzeugen ein hohes Elektrodenpotenzial und sind polarisierbar, d.h., sie ändern das Elektrodenpotenzial schon bei kleinen Stromflüssen durch die Elektroden erheblich. Diese Nachteile lassen sich fast komplett durch bestimmte chemische Reaktionen ausschalten:
  • Die Übergangsstelle der Silberelektrode wird durch Chlorieren in Silbersilberchlorid (AgAgCl) umgewandelt.

  • Die Platinelektrode wird durch Platinieren mit einer Schicht von Platinmohr überzogen. Dadurch wird die Übergangsfläche so erheblich vergrößert, dass bei kleinen Strömen die Stromstärke pro Flächeneinheit unter den polarisatorisch wirksamen Bereich absinkt.

AgAgCl- und Platinmohr-Elektroden sind also unpolarisierbare Elektrolyt-Metall-Übergänge.
Verstärker
Um bioelektrische Potenziale mit Registrierinstrumenten aufzeichnen zu können, ist es in der Regel notwendig, vorher ihre Amplitude mithilfe von elektronischen Verstärkern zu vergrößern. Die Grundbausteine dieser Verstärker sind Elektronenröhren und Transistoren. Röhrenverstärker werden im Wesentlichen nur noch im audiophilen Bereich eingesetzt; für technische Anwendungen kommen Transistorenverstärker zum Einsatz. Im Folgenden wird daher der prinzipielle Aufbau eines Transistorverstärkers anhand einfacher Schaltungen beschrieben.
Der Transistor, der den Grundbaustein des Transistorverstärkers bildet, gehört zu den sog. Halbleitern. Abb. E22.1 zeigt den grundsätzlichen Aufbau eines Transistorverstärkers. Der Transistor (T) verfügt über 3 Teilkomponenten, die als Basis (B), Kollektor (K) und Emitter (E) bezeichnet werden. Die Schaltung um den Transistor kann man schematisch in 2 Stromkreise unterteilen:
  • Im Stromkreis 1 stellt R1 einen Festwiderstand und die Kollektor-Emitter-Strecke des Transistors einen variablen Widerstand dar. Der Stromfluss im Kreis 1 wird daher durch die Spannung U1, durch R1 und den Kollektor-Emitter-Widerstand bestimmt. Der Widerstand auf der Kollektor-Emitter-Strecke ist wiederum abhängig vom Stromfluss im Stromkreis 2, in den auch die Basis-Emitter-Strecke des Transistors einbezogen ist.

  • Im Stromkreis 2 wird der Stromfluss neben dem Festwiderstand R2 und der konstanten Vorspannung U2 von der bioelektrischen Aktivität zwischen den Elektroden a und b am Muskel eingestellt. Dabei führen kleine Änderungen des Basis-Emitter-Stroms zu erheblich höheren Schwankungen des Stromflusses im Kreis 1, die durch ein Strommessinstrument (I) registriert werden können. Der Verstärkungsfaktor kann bei einer solchen Schaltung in der Größenordnung 10–100 liegen.

Belasten die notwendigen Basissteuerströme die biologischen Potenzialquellen zu sehr, so geht man zu den sog. Feldeffekttransistoren (FET) über, bei denen die zur Steuerung notwendigen Ströme sehr viel kleiner sind als beim zuvor beschriebenen Transistortyp.
Registriereinrichtungen
Nach der Verstärkung können die biologischen Signale durch verschiedene Registriereinrichtungen sichtbar gemacht und aufgezeichnet werden. Am gebräuchlichsten sind hierbei PC-gestützte Aufnahmesysteme. Diese setzen voraus, dass die analog vorliegenden Signale digitalisiert werden. Dem PC ist also immer ein Analog-Digital-Wandler vorgeschaltet.
Aliasing
Für die Wandlung der Signale ist zu beachten, dass die Abtastfrequenz mindestens doppelt so hoch ist wie die zu erwartenden Frequenzen des Signals. Liegt die Abtastfrequenz darunter, werden hohe Frequenzen als niedrigere abgetastet. Auf diese Weise können im Ausgangssignal eigentlich nicht vorkommende Komponenten vorgetäuscht werden. Dieses Phänomen wird als Aliasing bezeichnet (Abb. E22.2).
Kathodenstrahloszillograph
Aufbau
Ein Instrument, mit dem schnelle biologischen Potenzialabläufe unverfälscht dargestellt werden können und das immer noch einen weiten Einsatzbereich hat, ist der Kathodenstrahloszillograph. Der Aufbau dieses Gerätes ist in Abb. E22.3a schematisch dargestellt. Das Funktionsprinzip besteht darin, dass mithilfe eines Elektronenstrahls, der in diesem Zusammenhang in der Regel Kathodenstrahl genannt wird, ein fluoreszierender Stoff zum Leuchten gebracht wird. Als Elektronenquelle dient wie bei einer Verstärkerröhre eine aufgeheizte Kathode in einem evakuierten Glaskolben. Der Kathode gegenüber ist eine durchbohrte Anode angebracht. Durch Anlegen der Anodenspannung werden die Elektronen in Richtung Anode beschleunigt, wo sie durch die Öffnung hindurchtreten. Danach erhalten sie durch ringförmig angeordnete, positiv aufgeladene Bleche oder Spiralen ihre Endbeschleunigung, mit der sie auf den mit fluoreszierender Substanz ausgekleideten Leuchtschirm auftreffen. Durch einen Zylinder mit negativer Vorspannung (Wehnelt-Zylinder) wird der Kathodenstrahl fein gebündelt. Bis zu diesem Punkt der Beschreibung würde also der Kathodenstrahl in der Mitte des Leuchtschirms einen kleinen Lichtpunkt hervorrufen.
Funktion
Um Potenziale als Funktion der Zeit auf dem Leuchtschirm abzubilden, muss der Kathodenstrahl in horizontaler und vertikaler Richtung abgelenkt werden. Das wird dadurch möglich, dass man an die beiden Paare der Ablenkplatten entsprechende Spannungen anlegt, die sich in der Zeit ändern. Wie aus den schematischen Darstellungen der Abb. E22.3b, c hervorgeht, muss für die Horizontal-(Zeit-)Ablenkung an die vertikalen Ablenkplatten eine Spannung in Form eines Sägezahns angelegt werden. Wird weiterhin der Ausgang eines Verstärkers, der die Amplitude eines bioelektrischen Signals vergrößert, mit den Horizontalplatten verbunden, so erscheint das biologische Potenzial in der vertikalen Achse. Wenn schließlich die Horizontal- und die Vertikalablenkung gleichzeitig auf den-Kathodenstrahl einwirken, entsteht auf dem Leuchtschirm das darzustellende biologische Signal als Spannungs-Zeit-Funktion.
Oszillographen sind auch als digitale Geräte erhältlich. Beim Einsatz solcher digitalen Oszillographen ist wiederum darauf zu achten, dass die Abtastfrequenz des Gerätes mindestens doppelt so hoch ist wie die Frequenz der zu erwartenden Signale. Andernfalls sind auch hier Aliasing-Effekte (s.o.) zu erwarten.
Direktschreiber
Zur Aufzeichnung und Auswertung kann der Kurvenzug mit sog. Direktschreibern aufgezeichnet werden. Bei diesen Geräten werden die Potenziale mit Tinte oder durch einen Thermoschreiber direkt auf Papierbänder aufgeschrieben. Da die mechanischen Schreibsysteme dieser Direktschreiber aber sehr träge sind, können mit diesen Instrumenten nur relativ langsame Potenzialänderungen wie das EKG oder EEG aufgezeichnet werden.
Reizanordnungen
Um die Reaktion erregbarer Strukturen auf äußere Reize zu untersuchen, kann über intra- und extrazelluläre Elektroden eine Reizung mit Gleichstrom, mit elektrischen Einzelimpulsen sowie mit Wechselstrom durchgeführt werden.
Gleichstromreizung
Eine einfache Anordnung zur Gleichstromreizung mit verschiedener Polung ist in Abb. E22.4 dargestellt. Von einem Akkumulator können über einen Widerstandsdraht (W) beliebige Teilbeträge der Akkumulatorspannung abgegriffen (Potentiometerschaltung) und somit Nerven oder Muskeln unterschiedliche Strommengen pro Zeiteinheit zugeführt werden. Durch den Polungswender kann die Stromrichtung in einfacher Weise umgekehrt werden. Es ist darauf zu achten, dass die Elektroden E1 und E2 unpolarisierbar sind, um eine Abschwächung des Reizstroms durch den Polarisationsvorgang zu vermeiden. Reizbeginn und Reizende werden durch Schließen und Öffnen des Stromschlüssels (S) festgelegt.
Stromimpulse
Um einzelne Stromimpulse mit variabler Amplitude und Dauer herzustellen, wie es z.B. für die Aufnahme der Reizzeit-Strom-Kurve notwendig ist, werden in der Regel elektronische, programmierbare Pulsgeber eingesetzt. Eine mechanische Variante eines Pulsgebers zur Erstellung von Rechteckpulsen ist in Abb. E22.5 dargestellt. Hier wird die Amplitude des Reizimpulses durch eine Potentiometerschaltung festgelegt. Die Dauer des Reizimpulses wird durch die Betätigung der Kontakte K1 und K2 bestimmt. Sind beide Kontakte und der Stromschlüssel (S) geschlossen, so fließt praktisch kein Strom über den Nerv, da der Widerstand über das biologische Präparat sehr viel größer ist als in dem Kurzschluss, in dem K1 liegt. Wird dagegen K1 geöffnet, muss der gesamte Reizstrom so lange durch die Nerven fließen, bis durch Öffnen von K2 der Hauptstromkreis unterbrochen wird. Ordnet man K1 und K2 so an, dass sie durch ein Pendel aufgeschlagen werden können (Helmholtz-Pendel), so lässt sich durch Änderungen des Abstandes von K1 und K2 die Reizdauer in einem weiten Bereich variieren.

Untersuchungen am Auge

Bestimmung der optischen Konstanten des Auges

Brechungsindex
Der Brechungsindex (n) wird mit dem Refraktometer bestimmt. Dabei wird der Gang des Lichtstrahls für den Fall des tangentialen Eintritts aus einem optisch dünneren in ein optisch dichteres Medium ermittelt. Hierbei wird ein Sonderfall der Brechung genutzt, nämlich Lichtbrechung in ein dichteres Medium bei streifender Beleuchtung. Entsprechend dem Brechungsgesetz
n=sinε(Einfallswinkel)/sinα(Ausfallswinkel)
wird dann der Einfallswinkel = 90° und damit sein sin = 1. Aus dem Sinus des Winkels α ergibt sich damit der Brechungsindex
n=1/sinα (Abb. E22.6).
Die Hornhaut hat einen Brechungsindex von 1,376 und Tränen, Kammerwasser und Glaskörper von 1,336, während die Linse höhere Brechungsindizes, besonders auch in ihrem stark gekrümmten Kern, aufweist. Eine gedachte gleich große, aber homogene Linse würde einen Brechungsindex von 1,41 aufweisen (sog. Totalindex der Linse).
Abstände der brechenden Medien
Die Abstände der brechenden Medien voneinander ergeben sich anatomisch. Die Dicke der Hornhaut kann durch das Kornealmikroskop bestimmt werden und beträgt 0,5 mm. Der Abstand von Hornhautvorderfläche bis zum vorderen Linsenpol beträgt 3,6 mm und die Linsendicke ebenfalls 3,6 mm. Der hintere Linsenpol liegt also 7,2 mm hinter der Hornhautvorderfläche. Die gesamte Bulbuslänge beträgt 24,4 mm (Abb. 4.25).

Bestimmung des Nah- und Fernpunktes des Auges

Die Bestimmung wird mit dem Optometer von Donders vorgenommen, das auf dem Scheiner-Versuch beruht (Abb. E22.7): Vor das Auge wird eine doppelt durchbohrte Lochblende gebracht und eine Nadelspitze gehalten, die sich zunächst innerhalb der Akkommodationsstrecke befindet, also zwischen Nahpunkt N und Fernpunkt F. Mithilfe der Akkommodationskraft wird diese Nadelspitze einfach gesehen.
Nahpunkt und Akkommodationskraft
Um den Nahpunkt zu bestimmen, wird die Nadel so lange dem Auge genähert, bis sie trotz maximaler Nahakkommodation doppelt wahrgenommen wird. Das Kriterium „scharf oder unscharf“ ist beim Scheiner-Versuch also ersetzt durch das Kriterium „einfach oder doppelt“. Liegt die Nadelspitze P näher am Auge als der Nahpunkt (wie in Abb. E22.7), werden die 2 Strahlenbündel, die durch die Öffnungen des Kartons hindurchgehen, nicht mehr auf der Netzhaut, sondern dahinter vereinigt. Die Netzhaut wird also auf 2 Punkten (P1 und P2) erregt. Aus 1/Nahpunktsabstand (in m) ergibt sich bei em-metropem Auge die Akkommodationskraft (in Brechkrafteinheiten, dpt).
Fernpunkt
Auch die Lage des Fernpunktes kann auf diese Weise ermittelt werden, wenn man das zu untersuchende Auge um einen bekannten Betrag (z.B. durch Vorsetzen von +6 dpt) künstlich myop macht. Ohne Akkommodation liegt dann sein Fernpunkt in 100 : 6 = 17 cm (Myopie in dpt = 1 : Fernpunktsabstand in m). Jenseits dieser Entfernung wird die Nadelspitze doppelt gesehen. Bei einem 20-Jährigen mit 10 dpt Akkommodationskraft liegt der Nahpunkt dann bei 100 : 16 = 6 cm. Seine Akkommodationsstrecke reicht von 17 bis 6 cm. Innerhalb dieser Strecke wird die Nadelspitze also einfach gesehen. Die gleiche Akkommodationsstrecke hat selbstverständlich auch ein 20-Jähriger mit einer natürlichen Myopie von +6 dpt.
Hyperopie und Myopie
Liegt in dem Beispiel der Fernpunkt nicht in 17 cm, sondern z.B. in 20 cm Entfernung, so hat das Auge 5 dpt zu viel. Da es aber künstlich um 6 dpt myop gemacht wurde, liegt eine Hyperopie (zu wenig Brechkraft) von –1 dpt vor. Bei einem Fernpunktsabstand von 14 cm bestehen 7 dpt Brechkraft zu viel. Da aber nur +6 dpt vorgesetzt wurden, liegt eine Myopie (zu viel Brechkraft) von +1 dpt vor.
Astigmatismus
Hat der Betreffende an demselben Auge bei horizontaler Bestimmung seinen Fernpunkt in 20 cm, vertikal aber in 14 cm, so liegt ein Astigmatismus (Brechkraftunterschied) von 2 dpt vor, der durch ein Zylinderglas von 2 dpt auskorrigiert werden muss. Man verwendet dazu entweder ein Sammelzylinderglas von +2 dpt, das horizontal wirken muss, dessen Achse also senkrecht anzuordnen ist, oder man verordnet ein Zerstreuungszylinderglas von –2 dpt, das vertikal wirken muss, dessen Achse also horizontal liegt. Nach dieser Korrektur bleibt noch eine Myopie bzw. Hyperopie von 1 dpt, die durch Kombination des Zylinderglases mit einem entsprechenden sphärischen Glas von 1 dpt zusätzlich auszugleichen ist.

Beobachtung des Augenhintergrundes

Bei der Beobachtung des Augenhintergrundes wird das Licht so in das zu untersuchende Auge geworfen, als ob es vom Auge des Beobachters käme. Dazu kann eine direkte Beleuchtung durch eine Lampe oder der Helmholtz-Augenspiegel (zentral durchbohrter Planspiegel oder Hohlspiegel) eingesetzt werden. Der Augenspiegel wirft das Licht in das Auge des Patienten und beleuchtet eine große Fläche seines Augenhintergrundes, wenn er in die Ferne sieht (I in Abb. E22.8).
Augenspiegeln (Ophthalmoskopie) im aufrechten Bild
Vom Brennpunkt ausgehende Strahlen verlaufen nach dem Verlassen des Auges achsenparallel (II in Abb. E22.8). Auch alle anderen von einer Stelle der Netzhaut kommenden Strahlen verlassen das Auge parallel, da die Brennebene des Auges auf der Netzhaut liegt. Sind Arzt und Patient emmetrop und akkommodationslos, so wird also jeder beleuchtete Punkt der Netzhaut des Patienten P punktförmig auf der Netzhaut des Arztes A abgebildet. Voraussetzung für ein scharfes Sehen des Augenhintergrundes ist also bei diesem Augenspiegeln im aufrechten Bild ein paralleler Strahlengang zwischen beiden Augen. Wegen der Lupenwirkung des dioptrischen Apparats des Auges erscheint das Bild in 12–15-facher Vergrößerung, sodass Einzelheiten (Papille, Fovea, Gefäße) gut erkannt werden können.
Augenspiegeln (Ophthalmoskopie) im umgekehrten Bild
Beim Augenspiegeln im umgekehrten Bild wird eine Sammellinse vor das Auge des Patienten gehalten, sodass ein umgekehrtes, reelles, wesentlich kleineres und daher übersichtlicheres Bild des Augenhintergrundes entworfen wird, auf das der Beobachter dann akkommodiert (III in Abb. E22.8).

Sehschärfe

Winkel der Sehschärfe
Die Sehschärfe (optisches Auflösungsvermögen) des Auges ergibt sich aus der Tatsache, dass 2 Punkte in einem bestimmten Abstand voneinander und in einer bestimmten Entfernung vom Auge noch getrennt wahrgenommen werden. Der maximale Abstand zwischen 2 Punkten, der gerade noch diese beiden Punkte zu unterscheiden erlaubt, entspricht einem Winkel von einer Winkelminute. Unter diesen Umständen ist der Visus (s.u.) dann 1 und die Bilddistanz auf der Netzhaut beträgt gerade etwa 4–5 μm (Abb. E22.9).
Fovea centralis
Die Sehschärfe ist in der Fovea centralis am größten, weshalb ein angeblickter Punkt normalerweise dort fixiert wird. Dass die Sehschärfe mit zunehmender Entfernung von der Fovea centralis abnimmt, hat mehrere Gründe: Einmal ist die Qualität der Abbildung im Bereich der Fovea besser, auch ist die Rezeptorendichte, d.h. die Zapfenzahl pro Netzhautfläche, hier am größten, und schließlich ist der Durchmesser der rezeptiven Feldzentren retinaler Ganglienzellen in der Fovea centralis am kleinsten.
Sehprobentafel
Für die Bestimmung der Sehschärfe werden Sehprobentafeln verwendet, bei denen die Strichdicke der Zahlen oder Buchstaben in der darauf angegebenen Entfernung einer Winkelminute entspricht (Abb. 4.46). Bei Analphabeten benutzt man schwarze Ringe, die an wechselnden Stellen Aussparungen aufweisen, deren Lage anzugeben ist (Abb. 4.46). Die ermittelte Sehleistung, der Visus, wird in Form eines Bruches angegeben. Im Zähler steht die Prüfentfernung, im Nenner diejenige Entfernung, in der der Betreffende den zu erkennenden Buchstaben (Abb. 4.46) noch hätte richtig erkennen müssen (Sollentfernung). Neben den verschiedenen großen Buchstaben sind diese Entfernungen auf den Sehschärfetafeln angegeben. Eine Sehschärfe von z.B. 5/50 bedeutet also, dass der Prüfling ein Prüfzeichen in 5 m Entfernung erkannt hat, das ein normales Auge noch in 50 m zu erkennen vermag. Volle Sehleistung liegt entsprechend bei 5/5 vor. Diese Angabe stellt also keinen mathematischen Bruch dar, sondern ist lediglich die abgekürzte Schreibweise des erhobenen Befundes und sollte daher besser nicht gekürzt werden. Verminderungen der Sehschärfe beruhen meist auf Refraktionsanomalien. Werden diese durch passende Korrekturgläser ausgeglichen, so ist die normale Sehschärfe wieder ausnutzbar.

Intraokularer Druck (Augeninnendruck)

Der intraokulare Druck beträgt normalerweise 10–20 mmHg (1,3–2,7 kPa). Mögliche Methoden seiner Bestimmung sind:
  • Ein feines Manometer wird ins Auge eingestochen, was natürlich mit der Verletzung des Auges einhergeht und daher heute obsolet ist.

  • Applanationstonometrie: Ein kleines Plättchen wird mit messbarem Druck an den Bulbus angedrückt, sodass seine kugelige Wand sich zu einem bestimmten Kreisdurchmesser abplattet.

  • Impressionstonometrie: Durch Belastung (Stift mit Fußplatte) wird die Eindrückbarkeit der Hornhaut geprüft (Tonometer nach Schiötz). Je geringer der intraokulare Druck ist, desto leichter lässt sich die (anästhesierte) Hornhaut beim Aufsetzen des Tonometers eindellen. Der Grad der Eindellung wird gemessen. Eine modernere Methode funktioniert nach ähnlichem Prinzip, aber berührungfrei: Hierbei wird zur Eindellung der Hornhaut ein Luftstrom eingesetzt.

Eine pathologische Erhöhung des Augeninnendrucks liegt vor, wenn er bei wiederholten Messungen über 22 mmHg (2,9 kPa) liegt. Im akuten Glaukomanfall kann er bis auf über 60 mmHg (8,0 kPa) ansteigen.

Untersuchungen am Ohr

Audiometrie

Audiometer
Zur klinischen Hörschwellenbestimmung dient das Audiometer. Es enthält einen elektronischen Tongenerator und eine Verstärkerkette, die einen Kopfhörer als Luftschallerzeuger und einen Vibrator als Knochenschallgeber betreibt. An jedem Audiometer befinden sich mindestens 2 Skalen mit je einem Bedienungsknopf. Die eine Skala ist die Frequenzskala zur Auswahl der Messtöne. Sie enthält 8–10 verschiedene Messfrequenzen. Gewöhnlich geht man von der mittleren Normalfrequenz von 1.000 Hz aus und schreitet nach unten und oben in Oktavsprüngen vorwärts. Die Hörverlustskala ist in Dezibel (dB) geeicht. Nullpunkt der Skala ist nicht der Schwellenschalldruck bei 1.000 Hz, sondern der normale Schwellenschalldruck des jeweiligen Messtons wird – unabhängig von dessen Frequenz – gleich 0 dB gesetzt (Abb. 4.74).
Praktische Hörschwellenbestimmung
Bei der praktischen Hörschwellenbestimmung gibt man den Messton zunächst etwas überschwellig auf das Ohr, damit der Untersuchte weiß, was er hören soll. Dann wird der Ton maximal abgeschwächt und allmählich wieder verstärkt, bis die Schwelle erreicht ist. Sämtliche Messungen beginnen mit der mittleren Normalfrequenz von 1.000 Hz (bzw. mit c3). Dann wandert man schrittweise an das untere Ende der Frequenzskala und schließlich auch an das obere Ende. Zuerst wird grundsätzlich die Luftschallempfindlichkeit der Ohren bestimmt, danach die Knochenschallempfindlichkeit. Den Knochenschallgeber drückt der Untersuchte selbst mit der Hand auf den jeweiligen Warzenfortsatz. Die ermittelten Hörschwellenwerte werden auf ein vorgedrucktes Audiogrammblatt übertragen (Abb. 4.74) und liegen bei normalem Gehör im Bereich der Null-Linie (Streuung: ± 5 dB). Bei einer Schwerhörigkeit verschiebt sich die Hörschwelle in Richtung höherer Schalldruckwerte. Da ein gegen die Norm erhöhter Schwellenschalldruck eine Empfindlichkeitsabnahme des Gehörs bedeutet, lässt man die Dezibel-Skala im Audiogramm der Anschaulichkeit halber nicht von unten nach oben (Abb. 4.63), sondern von oben nach unten verlaufen, sodass jeder Hörverlust als Kurvenabfall in Erscheinung tritt. In Abb. 4.74 Mitte ist das Audiogramm bei einer Schwerhörigkeit durch eine Schallempfindungsstörung, also Innenohrschwerhörigkeit wiedergegeben (z.B. Presbyakusis). In diesem Fall ergibt sich ein mit der Frequenz zunehmender Hörverlust sowohl bei Luftleitung als auch bei Knochenleitung. In Abb. 4.74 rechts ist das Audiogramm einer Schallleitungsstörung wiedergegeben, z.B. bei Verstopfung des Gehörgangs. Die Luftleitungskurve (blaue Linie) zeigt einen mit der Tonfrequenz zunehmenden Hörverlust an, während die Knochenleitungskurve (rote Linie) im Normalbereich verläuft. Im tieferen Frequenzbereich liegt sogar eine gegen die Norm erhöhte Empfindlichkeit vor.

Stimmgabelprüfungen

Neben der Audiometrie können in der Klinik zur raschen Orientierung noch folgende Stimmgabelprüfungen herangezogen werden:
Weber-Versuch
Beim Weber-Versuch wird eine angeschlagene Stimmgabel auf die Schädelmitte gesetzt:
  • Bei normalem Gehör wird der Ton in beiden Ohren gleich laut bzw. diffus im Kopf gehört.

  • Liegt eine Schallleitungsstörung vor, wird der Ton im kranken Ohr lauter gehört.

  • Bei einer Innenohrschwerhörigkeit erfolgt umgekehrt eine Lateralisation in das gesunde Ohr.

Bei doppelseitigen, gleichartigen Hörstörungen kann sich beim Weber-Versuch derselbe Befund wie bei einem normalen Gehör ergeben. Zur weiteren Unterscheidung kann in einem solchen Fall der Rinne-Versuch herangezogen werden.
Rinne-Versuch
Beim Rinne-Versuch prüft man zuerst die Knochenleitung, indem die angeschlagene Stimmgabel auf den Warzenfortsatz gesetzt wird, bis der Ton bei Knochenleitung nicht mehr hörbar ist. Hält man die Stimmgabel anschließend unmittelbar vor den Gehörgang, wird der Ton normalerweise wieder wahrgenommen. Die Luftleitung kann also geringere Schallintensitäten vermitteln als die Knochenleitung (Rinne „+“). Bei einer Schallleitungsstörung ist dagegen die Luftleitung gegenüber der Knochenleitung verkürzt (Rinne „–“).

Untersuchungen an Herz und Kreislauf

Registrier- und Untersuchungsmethoden am Herzen

Herz-Lungen-Präparat nach Starling
Um die Aktion von Warmblüterherzen zu untersuchen, wird das gesamte Blut des linken Ventrikels in einen künstlichen Kreislauf geleitet (Abb. E22.10). Durch das Manometer (Ao.-Dr.) wird der Aortendruck registriert. Der Strömungswiderstand im Kreislauf kann dadurch verändert werden, dass der Gummischlauch K durch Luftdruck (Dr) von außen zusammengepresst wird. Der Windkessel (W) ersetzt die Elastizität der natürlichen Aorta. In einer Heizschlinge (H.-Schl.) wird das Blut auf Körpertemperatur erwärmt. Es fließt dann in das Vorratsgefäß (V) und von dort in den rechten Vorhof zurück. Durch die Schraube (V.Z.-Dr.) ist der venöse Zufluss veränderbar. Mit dem Manometer (V.-Dr.) wird der Druck im rechten Vorhof gemessen. Das vom rechten Herzen ausgeworfene Blut fließt zum linken Herzen durch den nicht eingezeichneten Lungenkreislauf. Dort wird es bei künstlicher Ventilation der Lungen arterialisiert.

Blutdruckmessung am Menschen

Unblutige Bestimmung
Zur unblutigen Bestimmung des systolischen und diastolischen Blutdrucks verwendet man die auskultatorische Methode (nach Korotkow). Dabei wird das Strömungsgeräusch der Armarterie mit einem Stethoskop unterhalb der Oberarmmanschette in der Ellenbeuge abgehört. Liegt der Druck in der Manschette höher als das Blutdruckmaximum, so ist die Arterie dauernd verschlossen und damit auch kein Durchströmungsgeräusch hörbar. Ist der Druck in der Manschette aber geringer als das Maximum und größer als das Minimum der einzelnen Blutdruckschwankung, wird das Gefäß bei jedem Herzschlag für kurze Zeit stoßweise eröffnet, wodurch jedes Mal ein ruckartiges Durchströmungsgeräusch durch Turbulenzen entsteht (Abb. E22.11). Wenn der Manschettendruck geringer wird als das Blutdruckminimum, ist das Gefäß dauernd geöffnet, und das von der stoßweisen Eröffnung herrührende Geräusch fällt damit wieder weg (Abb. E22.11). Das plötzliche Leiserwerden des Geräusches gibt also an, dass die Höhe des diastolischen Blutdrucks erreicht ist.
Blutige Bestimmung
Zur blutigen Bestimmung des Blutdrucks werden Drucksonden in arterielle Gefäße (insbesondere die A. radialis) eingebracht. Diese Methode ist genauer als die unblutige Druckmessung und wird in der intensivmedizinischen Betreuung von schwer kranken Patienten angewendet. Über den arteriellen Zugang ist es gleichzeitig möglich, die arterielle O2-Sättigung zu messen.

Bestimmung des Herzzeitvolumens (HZV)

Da eine direkte Bestimmung des HZV immer größere operative Eingriffe erfordert, werden beim Menschen sog. indirekte Methoden angewendet.
HZV-Bestimmung nach dem Fick'schen Prinzip
Diese Methode beruht auf der Tatsache, dass das „Lungenzeitvolumen“ und das Herzzeitvolumen gleich sind. Daher lässt sich das HZV nach folgender Formel berechnen, wenn man den Sauerstoffgehalt im venösen und arteriellen Blut und gleichzeitig die pro Zeiteinheit in den Lungen vom Blut aufgenommene Sauerstoffmenge bestimmt. Geht man bei der Zeiteinheit von einer Minute aus, so ergibt sich als Herzminutenvolumen (HMV):
Dieser Zusammenhang soll an einem einfachen Beispiel erläutert werden: Im venösen Mischblut seien 14 ml O2 und im arteriellen Blut 20 ml O2 pro 100 ml Blut enthalten. Das bedeutet, dass die arteriovenöse O2-Differenz 6 ml O2 pro 100 ml Blut beträgt und dass somit 100 ml Blut in den Lungen 6 ml O2 aufnehmen. Weiterhin soll die pro Minute in den Lungen vom Blut aufgenommene Sauerstoffmenge 300 ml betragen. Da in der Lunge 100 ml Blut 6 ml O2 aufnehmen, sind für die Aufnahme von 300 ml O2 also 5.000 ml Blut notwendig. Daraus ergibt sich, dass 5 l Blut pro Minute durch die Lunge und damit durch das Herz geflossen sind.
Ein besonderes Problem besteht bei dieser Methode darin, venöses Blut mit einem repräsentativen Sauerstoffgehalt zu gewinnen, da der O2-Gehalt im venösen Blut der verschiedenen Organkreisläufe sehr unterschiedlich ist und das venöse Blut selbst im rechten Herzen nicht immer komplett durchmischt wird. Daher benutzt man zur Bestimmung der Gasaufnahme in der Lunge auch häufig ein Fremdgas, z.B. ein Acetylenluftgemisch, mit dem man in analoger Weise zu der oben beschriebenen Methode verfahren kann.
HZV-Bestimmung mit der Farbstoffverdünnungsmethode
Bei diesem Verfahren wird ein Farbstoff rasch intravenös injiziert und seine Konzentration fortlaufend im arteriellen Blut bestimmt. Auf diese Weise erhält man die sog. Farbstoffverdünnungskurve (Konzentrations-Zeit-Kurve). Wie aus dem typischen Beispiel der Abb. E22.12 hervorgeht, setzt nach der kürzesten Kreislaufzeit ein steiler Konzentrationsanstieg ein. Der Abfall der Kurve wird durch einen zweiten Anstieg unterbrochen, der durch die Rezirkulation des farbstoffhaltigen Blutes entsteht. Bei der Auswertung der Kurve extrapoliert man unter Vernachlässigung des zweiten Gipfels zunächst auf null (gestrichelter Kurvenabschnitt in Abb. E22.12). Außerdem lassen sich aus der Farbstoffverdünnungskurve die mittlere Konzentration (Cm) und die Passagezeit (t) des Indikators ermitteln. Das weitere Vorgehen soll durch ein Beispiel erläutert werden. Die Menge (l) des injizierten Farbstoffs betrage 300 mg, die mittlere Konzentration des Farbstoffs im arteriellen Blut (Cm) 12 mg/100 ml und die Dauer (t) des primären Farbstoffgipfels 30 s. Aus diesen Angaben kann durch folgende Überlegung das auf eine Minute bezogene Herzzeitvolumen (HMV) berechnet werden: Wenn zum Transport von 12 mg Farbstoff 100 ml Blut benötigt werden, müssen für 300 mg Farbstoff 2,5 l zur Verfügung stehen.
Da weiterhin der Farbstoffgipfel 0,5 min dauert, beträgt das HMV 5 l. Diese Zusammenhänge lassen sich auch in die Formel fassen:
Kontinuierliche Methoden
Neben den oben beschriebenen diskontinuierlichen Methoden sind auch kontinuierliche Bestimmungsmethoden im klinischen Einsatz. Hiervon haben 2 Methoden eine gewisse Bedeutung:
  • die elektromagnetische Flussmessung oder

  • die Ultraschall-Transit-Time-Methode.

Weil für diese Methoden invasive Eingriffe erforderlich sind, bleiben sie auf Einsätze in der Thoraxchirurgie und den experimentellen Bereich beschränkt.
Elektromagnetische Flussmessung
Bei der elektromagnetischen Flussmessung wird ein Messkopf um die Aorta oder Pulmonalarterie gelegt. Durch elektromagnetische Induktion wird eine Spannung erzeugt. Diese ist proportional zum Blutfluss (Kap. E22.4.4).
Ultraschall-Transit-Time-Methode
Bei der Ultraschall-Transit-Time-Methode wird der Blutfluss über die Zeit errechnet, die der Schall durch das Medium Blut benötigt. Im Prinzip handelt es sich hier um eine Doppler-Messung, bei der die Zeit zwischen Emission und Aufnahme des Ultraschalls zwischen 2 Sensoren einmal in Flussrichtung des Gefäßes und einmal in Gegenrichtung registriert wird. Durch die Laufzeitdifferenz können die Strömungsgeschwindigkeit und bei Kenntnis des Gefäßdurchmessers das Zeitvolumen bestimmt werden (Abb. E22.13). Das HZV lässt sich allerdings auch hier nur an Aorta oder Pulmonalarterie abschätzen, weil diese Gefäßen noch das gesamte Auswurfvolumen passiert.

Durchblutungsmessungen

Bei den Methoden zur Durchblutungsmessung kann man 2 Typen unterscheiden: Entweder wird das Blutvolumen bestimmt, das pro Zeiteinheit durch ein isoliertes Gefäß fließt, oder es wird die Gewebedurchblutung bzw. sog. lokale Durchblutung gemessen. Bei der Messung der lokalen Durchblutung gehen zahlreiche Prozesse des Stoffaustauschs im Gewebe mit ein.
Durchflussmessungen an isolierten Gefäßen
Zur Bestimmung der Blutmenge, die pro Zeiteinheit durch ein isoliertes Gefäß fließt, wird überwiegend die elektromagnetische Flussmessung angewendet. Dieses Verfahren beruht darauf, dass auf einen Ladungsträger, der sich durch ein Magnetfeld bewegt, senkrecht zur Bewegungsrichtung und senkrecht zum Magnetfeld eine Kraft ausgeübt wird und dass diese Kraft der Bewegungsgeschwindigkeit proportional ist. Das Blut, das durch ein Gefäß fließt, stellt mit den in ihm enthaltenen Kationen und Anionen einen sich bewegenden elektrischen Leiter dar. Wenn daher auf die Blutsäule ein magnetisches Feld einwirkt, werden die Ladungsträger unterschiedlicher Polung senkrecht zum Magnetfeld in entgegengesetzter Richtung abgelenkt. Dadurch entstehen Ladungsanhäufungen, die als elektrische Spannung an der Außenseite des Gefäßes gemessen werden können. Da die Kraft zur Trennung der Ladungsträger von der Bewegungsgeschwindigkeit abhängt, kann das Durchflussvolumen pro Zeiteinheit mithilfe der entstehenden Spannung gemessen werden, wenn der Gefäßdurchmesser bekannt ist.
Bestimmung der Gewebedurchblutung
Thermoelektrische Methode
Bei der thermoelektrischen Methode wird ein Gewebestück mithilfe einer konstanten elektrischen Wärmequelle geringfügig über die Blut- und Umgebungstemperatur aufgeheizt und gleichzeitig die Temperatur an der geheizten Stelle registriert. Bei konstanter Wärmezufuhr hängt die aktuelle Temperatur des geheizten Areals von der Wärmeleitfähigkeit des Gewebes ab. Daher wird die Temperatur am geheizten Messort umso niedriger sein, je mehr Blut durch diesen Gewebeanteil fließt und je mehr Wärme damit abtransportiert wird. Durch die Registrierung der Temperatur im geheizten Gewebestück lassen sich also fortlaufend Änderungen der lokalen Durchblutung erfassen.
Indikatorauswaschmethode (Clearance-Methode)
Bei diesem Verfahren wird dem Gewebe über die Blutbahn schlagartig und für eine sehr kurze Zeit ein Indikator zugeführt und die Konzentration des Indikators im Gewebe gemessen. Nach der Applikation des Indikators steigt die Indikatorkonzentration mit Beginn des Einwaschvorgangs (E) zunächst steil an (Abb. E22.14a). Nimmt die Indikatorzufuhr über das Blut wieder ab, überwiegen schließlich die Auswaschvorgänge (A) und die Indikatorkonzentration im Gewebe fällt dementsprechend wieder ab. Dabei wird der Indikator umso schneller wieder aus dem Gewebe entfernt, je höher die Durchblutung ist. Bei hoher (1) und geringer (2) lokaler Durchblutung ergeben sich dabei typische Kurvenverläufe (Abb. E22.14b). Die Steilheit des Kurvenabfalls ist also ein Maß für die Höhe der Gewebedurchblutung. Da die Auswaschkurven in der Regel logarithmisch verlaufen, kann man ihre Steilheit am einfachsten dadurch bestimmen, dass man sie in ein halblogarithmisches Koordinatensystem einträgt (Abb. E22.14b).
Als Indikatoren dienen in der Regel Fremdgase, deren Konzentration durch die Stoffwechselvorgänge des Gewebes nicht beeinflusst wird. Neben H2 werden auch häufig die radioaktiven Isotope von Krypton (Kr85) und Xenon (Xe133) als Indikatoren benutzt, deren Gewebekonzentration mit entsprechenden Tastköpfen messbar ist.
Plethysmografie
Das Volumen des betroffenen Gewebes verändert sich unter verschiedenen Bedingungen, wenn es besser oder schlechter durchblutet wird. Daher kann man durch fortlaufende Messung des Volumens isolierter Organe oder einzelner Extremitäten auf deren Durchblutung zurückschließen. Um die Volumenschwankungen einzelner Körperteile zu registrieren, werden plethysmografische Anordnungen verwendet: Der Körperteil, dessen Volumenschwankungen registriert werden sollen, wird mit einem starrwandigen Gefäß umgeben, das zum übrigen Körper hin abgedichtet und mit Wasser gefüllt ist. Volumenschwankungen des eingeschlossenen Körperteils resultieren bei einer solchen Anordnung in Änderungen der Flüssigkeitsverdrängung. Diese können auf die Gummimembran einer Metallkapsel (Marey-Kapsel) und damit schließlich auf einen Schreibhebel übertragen werden (Abb. E22.15). Da das Blut über die Venen im Wesentlichen gleichmäßig abfließt und der arterielle Zustrom des Blutes pulsatorische Schwankungen aufweist, zeigt das Volumen z.B. einer Extremität rhythmische Veränderungen, die der Herztätigkeit entsprechen und als Volumenpulse bezeichnet werden. Wird der venöse Abstrom durch eine Blutdruckmanschette, in der der Druck auf einen subdiastolischen Wert von z.B. 60 mmHg (8,0 kPa) erhöht wurde, unterbrochen, so steht der arterielle Bluteinstrom ganz im Vordergrund und bestimmt somit die Volumenzunahme des Körperteils. Bei dieser Venenverschlussplethysmografie lässt sich also aus der Steilheit der Volumenzunahme der arterielle Bluteinstrom berechnen. Nach einigen Sekunden sind bei diesem Verfahren die Venen so weit gefüllt, dass in ihnen der Druck über den Manschettendruck ansteigt und der venöse Abstrom wieder einsetzt.

Untersuchungen des Blutes

Blutkörperchenzählung

Rote Blutkörperchen
Die praktisch wichtige Zählung der roten Blutkörperchen wird nach genauer Verdünnung auf 1 : 100 (1 Teil Blut + 99 Teile NaCI-Lösung) unter dem Mikroskop in besonders konstruierten Zählkammern vorgenommen, die Raumteile von 1/20 × 1/20 mm Grundfläche und eine Höhe von 1/10 mm aufweisen. So ist es möglich, mit hinreichender Genauigkeit die Zahl der körperlichen Blutelemente zu bestimmen, da jeder kleinste Raumteil, der mit dem verdünnten Blut zu beschickenden Zählkammer 1/4.000 μl umfasst (Abb. E22.16).
Weiße Blutkörperchen
Die weißen Blutkörperchen werden bei einer Verdünnung des Blutes auf 1 : 10 nach Zerstörung der Erythrozyten durch verdünnte Essigsäure gezählt. Für die Differenzierung der Leukozyten ist ferner eine Kernfärbung erforderlich.
Thrombozyten
Zur Thrombozytenzählung wird nach Einstich in die Fingerbeere ein Tropfen einer Magnesiumsulfatlösung auf die Einstichstelle gebracht, sodass sich der Blutstropfen damit mischt. In einem gefärbten Ausstrichpräparat werden die Thrombozyten gezählt. Auf 1.000 Erythrozyten sieht man normalerweise 40–60 Thrombozyten. Nach Zählung der Erythrozyten in der Zählkammer ergibt sich die Anzahl der Thrombozyten. Bei 5 Mill. Erythrozyten und 50‰ Thrombozyten ergibt sich eine Thrombozytenzahl von 250.000 in 1 μl (250 × 109/l).

Bestimmung der Blutungs- und Gerinnungszeit

Blutungszeit
Zur Bestimmung der Blutungszeit wird mit einer Nadel in Fingerbeere oder Ohrläppchen gestochen. Die austretenden Blutstropfen werden laufend auf Filtrierpapier aufgefangen (Normalzeit 3–5 min), oder man taucht die Fingerkuppe in ein Glas mit physiologischer Kochsalzlösung von 37 °C. Der zu Boden sinkende Blutfaden reißt beim Sistieren der Blutung plötzlich ab.
Gerinnungszeit
Die Gerinnungszeit wird dadurch bestimmt, dass man Blutstropfen in Schälchen einfließen lässt und feststellt, wann beim Durchfahren mit einem dünn ausgezogenen Glasfaden der erste Fibrinfaden erhalten wird. Normalerweise geschieht dies nach 2–3 Minuten, nach anderen Angaben nach 5–7 Minuten.
Pathologische Veränderungen
Abweichungen der Blutungszeit ergeben sich aus Veränderungen der an der „Hämostase“ beteiligten Mechanismen, z.B. durch Thrombozytopenie oder Thrombozytendefekte (Thrombozytopathie), Störungen im Ablauf des plasmatischen Gerinnungsmechanismus (Koagulopathie) oder vaskulär bedingte hämorrhagische Diathesen, z.B. bei verminderter Kapillar-resistenz oder mangelhafter Gefäßreaktion bzw. konstriktion (Vasopathie).

Bestimmung der Blutmenge

Bestimmung des Plasmavolumens
Zur Bestimmung des Plasmavolumens verwendet man einen Farbstoff, der sich sofort mit dem Plasmaeiweiß verbindet und daher die Blutbahn nur sehr langsam verlässt, z.B. Evans-Blau. Die durch Injektion zugeführte Farbstoffmenge, die sich aus der Farbstoffkonzentration (C1) und dem Volumen des Lösungsmittels (V1) berechnen lässt, bleibt nach der Durchmischung und Verdünnung im Gefäßsystem also praktisch konstant. Nach Bestimmung der Plasmakonzentration des Farbstoffs (C2) kann das Plasmavolumen (V2) in folgender Weise berechnet werden:
Aus dem Plasmavolumen lässt sich das Gesamtblutvolumen ermitteln, wenn man zugleich das Volumen der Blutzellen bestimmt (sog. Hämatokrit). Zu diesem Zweck wird das Blut in graduierten Röhrchen zentrifugiert. Als Normalwerte ergeben sich 0,54 für Plasma und 0,46 für korpuskuläre Elemente. Dementsprechend beträgt der Hämatokrit also 0,46.
Bestimmung des Erythrozytenvolumens
Statt der Bestimmung des Plasmavolumens nach dem beschriebenen Indikatorverdünnungsverfahren kann man auch von der Bestimmung des Erythrozytenvolumens ausgehen. Man verwendet dazu mit radioaktivem Phosphor (P32) markierte Erythrozyten. Der Vergleich der Radioaktivität der injizierten Aufschwemmung mit einer nach einer einigermaßen gleichmäßigen Verteilung entnommenen Blutprobe mit dem Geiger-Zählrohr ergibt die Verdünnung der markierten Erythrozyten und damit die vorhandene Erythrozytenmenge.

Spektroskopie des Blutes

Spektroskop
Bei einem Geradsichtprisma (Dispersionsprisma) liegt eine Prismenkombination vor, bei der sich die Ablenkungen des Lichtstrahls aufheben und das Licht praktisch parallel zur optischen Achse austritt, aber die Farbenzerstreuung (Dispersion) des weißen Lichtes zu einem Farbband, dem Spektrum, erhalten bleibt. Je schmaler der Lichtspalt ist, desto reiner erscheint das Spektrum, da sich dann die einzelnen Farben nicht überlappen. Durch den Okularauszug des Spektroskops wird schließlich die Schärfe des Bildes eingestellt. Ob das Spektrum „rein“ und „scharf“ ist, erkennt man an den Fraunhofer-Linien bei Betrachtung des Sonnenlichtes durch das Spektroskop.
Hämoglobin in der Spektroskopie
Die verschiedenen Arten des Hämoglobins lassen sich sehr charakteristisch mit dem Spektroskop nachweisen (Abb. E22.17). Das sauerstoffreiche Hämoglobin zeigt dabei einen breiten Absorptionsstreifen im Gelbgrünen. Schon nach kurzem Schütteln des sauerstoffreichen Blutes an der Luft wandelt es sich in O2-haltiges Hämoglobin um, das jetzt 2 charakteristische Streifen ebenfalls im Gelbgrünen aufweist. Diese können durch Sauerstoffentzug, z.B. durch Entgasen im Vakuum (Partialdruck = 0) oder durch chemisch den Sauerstoff absorbierende Substanzen (Ammoniumsulfid, Natriumdithionit u.a.) leicht wieder in den breiten Streifen des sauerstoffreichen Hämoglobins zurückverwandelt werden. Die viel größere Affinität des Kohlenmonoxids zum Hämoglobin zeigt sich spektroskopisch an der sofortigen Veränderung des Spektrums beim Durchleiten von Leuchtgas. Die für CO-Hämoglobin charakteristischen Streifen, die fast an der gleichen Stelle wie beim O2-haltigen Hämoglobin liegen, lassen sich dann nicht in das Spektrum des sauerstoffreichen Hämoglobins umwandeln. Die Intensität der Streifen ist natürlich von Konzentration und Schichtdicke abhängig.
Klinische Anwendung
Experimentell und klinisch wird die Änderung der Durchlässigkeit des Hämoglobins für langwelliges Licht bei O2-Abgabe und Aufnahme zur fortlaufenden Registrierung der O2-Sättigung im strömenden Blut und zur Ermittlung des Hb- und O2-Gehaltes von Blut außerhalb des Körpers verwendet (Oxymetrie).
Methämoglobin
Manche stark oxidierend wirkenden „Blutgifte“ wie Kaliumchlorat, Kaliumferricyanid (rotes Blutlaugensalz), Kaliumpermanganat u.a. bewirken eine Umwandlung des Hämoglobins zu Methämoglobin (mit dreiwertigem Eisen, also Hämiglobin). Dabei geht die Fähigkeit zum Sauerstofftransport verloren und der gesamte Atmungssauerstoff wird aus der Hb-Bindung herausgetrieben. Auch das Met-Hb zeigt im Spektrum charakteristische Absorptionsstreifen, besonders im Rot.

Viskosimeter

Hagen-Poiseuille-Gesetz
Viskositätsbestimmungen beruhen auf der Anwendung des Hagen-Poiseuille-Gesetzes. Für starrwandige Kapillaren gilt die Beziehung: wobei in der Konstanten K der Viskositätskoeffizient η enthalten ist (K= π/8η). Wenn man bei derselben Kapillare (Länge l und Radius r konstant) bei verschieden hohem Druck (Δp, die Druckdifferenz zwischen Anfang und Ende der Kapillare) die in der Zeiteinheit (t) ausfließende Flüssigkeitsmenge Q = V/t misst, so muss das Verhältnis Q/Δp stets konstant bleiben. Wiederholt man den Versuch mit einer anderen Flüssigkeit (z.B. Blut, Glyzerin, Alkohol, Äther), so ergibt sich eine andere konstante Zahl für Q/Δp.
Prinzip der Viskosimeter
Setzt man den Wert für Wasser = 1, ergibt sich daraus die Viskosität der zu untersuchenden Flüssigkeit im Vergleich mit Wasser. Viskosimeter lassen sich in verschiedenen Formen konstruieren. Immer beruhen sie darauf, dass bei der Verwendung einer anderen Flüssigkeit nur ein Faktor der Formel geändert wird, während die anderen Faktoren konstant gehalten werden. So kann man z.B. die Zeiten bestimmen, die Wasser und eine andere Flüssigkeit brauchen, um bei gleicher Menge, gleichem Druck und gleicher Kapillare aus der Anordnung auszufließen. Das Verhältnis der Zeiten ergibt den (relativen) Viskositätskoeffizienten der anderen Flüssigkeit, wenn der Wert für Wasser = 1 gesetzt wird.
Viskosimeter von W. R. Hess
Auf dem gleichen Prinzip beruht das Viskosimeter von W. R. Hess (Abb. E22.18). Zwei Rohre mit anschließenden gleich weiten Kapillaren werden bis zur Marke 0 mit Wasser bzw. Blut gefüllt. Mittels eines Gummiballons werden die beiden anderen Flüssigkeiten gleichzeitig in die Rohre a1 und b1 gesogen. Die von den Flüssigkeiten durchlaufenen Wegstrecken stehen im umgekehrten Verhältnis zur Viskosität. Wenn man das Blut bis zur Marke 1 ansaugt, gibt die Marke, bis zu der das Wasser gelangt, die Viskosität des Blutes an. Die Viskosität des menschlichen Blutes beträgt danach ungefähr 5.

Gasanalyse

Manometrische Methode
Das Prinzip der Analyse eines Gasraums auf seine Zusammensetzung wird an der vereinfachten Apparatur in der Abb. E22.19 deutlich. Nach Ausgießen von 100 ml Wasser aus der vorher gefüllten Flasche sind in dieser 100 ml der zu untersuchenden atmosphärischen Luft enthalten, die nach Temperaturausgleich im Wasserbad unter atmosphärischem Druck steht, was an dem Gleichstand des Manometers (Stellung 1) erkennbar ist. Das Bodenwasser der Flasche enthält – unterschichtet unter die Flüssigkeit – ein Absorbens für O2 (Na2S2O4, Natriumdithionit). Nach Durchschütteln über einige Minuten ergibt sich bei Verbindung mit dem Wassermanometer eine durch die Sauerstoffabsorption bedingte Druckverminderung (Stellung 2). Ist durch Eichung der Apparatur bekannt, welches verschwundene Volumen Sauerstoff dieser Druckverminderung entspricht, ist damit die Gasanalyse durchgeführt (manometrische Methode). Von O. Warburg wurde eine Apparatur entwickelt, die nach dem manometrischen Prinzip für alle Bestimmungen verwendet werden kann, bei denen Gase entwickelt oder verbraucht werden. Durch Multiplikation mit einem Eichfaktor wird die Druckdifferenz in Volumeneinheiten umgerechnet.
Volumetrische Methode
Will man das verschwundene Volumen O2 direkt ermitteln, so verwendet man die volumetrische Methode: Ursprünglich herrschte in dem Gasraum atmosphärischer Druck (Stellung 1). Dadurch, dass infolge der O2-Absorption 21 ml O2 verschwunden sind, ist die Druckverminderung eingetreten (Stellung 2). Wird der Raum durch Heben des Niveaurohrs des Manometers (↑) um das verschwundene Sauerstoffvolumen kleiner, bis wieder Gleichstand der Flüssigkeitsmenisken eingetreten ist, also wieder atmosphärischer Druck im Gasraum herrscht (Stellung 3), so ergibt Stellung 1–3 direkt das Volumen des absorbierten Sauerstoffs.
Gravimetrische Methode
Mano- und volumetrische Methode gehen von den Veränderungen im Gasraum aus. Stattdessen kann man auch von den Veränderungen des Absorbens ausgehen. Wird z.B. für CO2-Absorption konzentriertes Barytwasser Ba(OH)2 verwendet, bildet sich wasserunlösliches weißes Bariumcarbonat, das nach Filtrieren und Trocknen gewogen werden kann und einen quantitativen Rückschluss auf die Menge des absorbierten CO2 gestattet (gravimetrische Methode).
Titrimetrische Methode
Da gleichzeitig durch das Ausfallen von BaCO3 das Barytwasser weniger alkalisch wird, kann man auch die Abnahme der Alkalität des Barytwassers als Maß des absorbierten CO2 verwenden. Zu diesem Zweck titriert man das Barytwasser vor dem Einleiten des CO2 und nachher. Das ausgefallene BaCO3 muss vorher selbstverständlich abfiltriert werden. Die Titrationsdifferenz ist dann direkt ein Maß für das absorbierte CO2. Da es grundsätzlich gleichgültig ist, mit welcher Normalsäure eine Titration ausgeführt wird, kann man für die Rechnung auch annehmen, dass man mit einer (hypothetischen) Normalkohlensäure titriert hätte. Deren Gehalt an CO2 ergibt sich wie bei jeder Normalsäure aus dem Molekulargewicht : Wertigkeit = Äquivalentgewicht (titrimetrische Methode).

Blutgasanalyse

Prinzip
Das Prinzip der Blutgasanalyse kann an der gleichen Apparatur deutlich gemacht werden, mit der die Luftgasanalyse durchgeführt wurde (Abb. E22.19). Die Flasche wird z.B. mit 3 ml defibriniertem Blut gefüllt. An der Wasserstrahlpumpe wird diese Blutmenge durch ein Vakuum zunächst gasfrei gemacht. Die eingetretene Entgasung ist durch ein Spektroskop am Verschwinden der beiden Oxyhämoglobinstreifen feststellbar (s. Spektroskopie; Kap. E22.5.4). Nach Temperaturausgleich im Wasserbad lässt man Luft einströmen, die sich dann in der Flasche unter atmosphärischen Druck befindet (Stellung 1 des Wassermanometers). Durch Schütteln wird aus dem Gasraum so viel Sauerstoff absorbiert, wie das gasfreie Blut maximal aufnehmen kann. Es wird also mit dieser Methode die O2-Kapazität des Blutes bestimmt. Dadurch entsteht eine am Manometer ablesbare Druckverminderung (Stellung 2). Darauf wird der Gasraum um das verschwundene Volumen Sauerstoff kleiner gemacht, indem das Niveaurohr bis zum Gleichstand gehoben wird, also wiederum atmosphärischer Druck hergestellt ist (Stellung 3). Stellung 1–3 ergibt damit das absorbierte Volumen Sauerstoff, das nach bekannter Formel auf Trockenheit 760 mmHg (101 kPa) und 0 °C reduziert werden kann.
Wenn man von der Gay-Lussac-Gleichung pV = P0V0 (1+ αt) ausgeht, ergibt sich
wobei V0 das Gasvolumen, bezogen auf 0 °C und P0, den Druck einer atm, e die Wasserdampfspannung und α = 1/273 sind.
Barcroft-Haldane-Methode
Die Barcroft-Haldane-Methode geht vom sauerstoffhaltigen Blut aus. Durch Zusatz von Kaliumferricyanid (K3[Fe(CN)6], rotes Blutaugensalz) wird Oxyhämoglobin (Hb × O2) in Methämoglobin (oder Hämiglobin, HbOH) umgewandelt:
O2Hb+K3Fe(CN)6+H2OHbOH+K3HFe(CN)6+O2
Wie aus der Gleichung hervorgeht, wird der Atmungssauerstoff frei. Infolgedessen tritt eine Drucksteigerung auf, die am Manometer erkennbar ist. Durch Senken des Niveaurohrs wird in entsprechender Weise wie oben der Raum um das freigesetzte O2-Volumen größer gemacht, bis wieder atmosphärischer Druck vorliegt, erkennbar am Gleichstand der Menisken des Wassermanometers (Stellung 3). Stellung 1–3 ergibt dann das Volumen des aus dem Blut freigesetzten Sauerstoffs. Mit dieser Methode wird also der tatsächliche O2-Gehalt des arteriellen oder venösen Blutes bestimmt.
Van-Slyke-Apparat
Zur genauen quantitativen Bestimmung von O2 und CO2 dient der Apparat von van Slyke, bei dem die Blutmenge dadurch entgast wird, dass darüber ein Vakuum hergestellt wird. Zusätzlich wird Kaliumferricyanid zugesetzt, um eine Wiedervereinigung der entwichenen Blutgase bei Erhöhung des Drucks zu verhindern. Ebenso wird zur Verhinderung einer Wiederbindung von CO2 Wein- oder Milchsäure zugesetzt. In dem gesamten Gasvolumen werden dann nacheinander das CO2 durch NaOH und der O2 durch Na2S2O4 gebunden und so der Gehalt an CO2 und O2 getrennt ermittelt.

Bestimmung des O2-Drucks, des pH-Wertes und des CO2-Drucks im Blut und Gewebe

Zur Messung des O2-Drucks, des pH-Wertes und des CO2-Drucks werden überwiegend elektrochemische Methoden angewendet. Je nach Art der Messanordnung werden die genannten Größen in Blutproben, im strömenden Blut oder im Gewebe gemessen.
Sauerstoffdruck
Um den O2-Druck zu bestimmen, wird eine polarografische Methode angewendet (Abb. E22.20). Zwischen einer Platin- oder einer Goldelektrode und einer Referenzelektrode, die in diesem Fall aus AgAgCl besteht, wird eine einstellbare Spannung (U) angelegt und der auftretende Stromfluss (I) gemessen (Abb. E22.20a). Beide Elektroden sind in eine Flüssigkeit eingetaucht und so gepolt, dass die Platinelektrode zur Kathode und die Referenzelektrode zur Anode werden. Erhöht man die angelegte Spannung von 0 bis etwa 1.000 mV, so ergibt sich eine charakteristische Strom-Spannungs-Beziehung, die man als Polarogramm bezeichnet (Abb. E22.20b). Das Polarogramm der meisten O2-Elektroden weist bei Polarisationsspannungen von 400–600 mV einen abszissenparallelen Teil auf. Der Mittelpunkt dieser sog. polarografischen Stufe erreicht umso höhere Ordinatenwerte, je größer der Sauerstoffgehalt in der Umgebung der Platinelektrode ist. So könnten die Kurven 1–3 in Abb. E22.20b z.B. bei Durchperlen der Flüssigkeit mit 10, 20 und 30% O2 in N2 gewonnen werden. Trägt man die Ströme bei einer konstanten Polarisationsspannung von 500 mV (gestrichelte Linien in Abb. E22.20b) gegen den O2-Gehalt der Testlösung auf, erhält man in einem weiten Bereich eine lineare Beziehung (Abb. E22.20c). Wandelt man die Abszisseneichung von O2-Gehalt in O2-Druck um, so bleibt diese Beziehung erhalten. Durch Registrierung des Stromflusses lässt sich also nach Eichung der Messanordnung der Sauerstoffdruck fortlaufend messen.
pH-Wert
Der pH-Wert wird in der Regel mithilfe von Glaselektroden bestimmt. Der Elektrodenbereich, der gegenüber H+-Ionen empfindlich ist, wird dabei aus speziellen Glassorten gefertigt. Das Prinzip der pH-Messung besteht darin, dass in Abhängigkeit von der H+-Ionen-Konzentration in der Flüssigkeit H+-Ionen in den H+-Ionen-empfindlichen Glasanteil eindringen (Abb. E22.21). Dadurch verändert sich die elektrische Ladung der Glaselektrode. Diese Ladungsverschiebungen können als Spannungsänderungen (U) gegen eine Referenzelektrode gemessen werden. Dadurch ist eine fortlaufende Registrierung des pH-Wertes in Flüssigkeiten möglich.
CO2-Druck
Die Bestimmung des CO2-Drucks stellt eine pH-Messung in einem Flüssigkeitsraum dar, dessen pH-Wert nur durch CO2-Moleküle verändert wird (Abb. E22.22). Das Kernstück der Anordnung besteht aus einer pH-Glaselektrode, die von einer Natriumbikarbonatlösung umgeben ist. Diese Pufferlösung ist von der Flüssigkeit, in der der CO2-Druck gemessen werden soll, durch eine Kunststoffmembran (Teflon) getrennt. Diese Membran ist für CO2-Moleküle durchlässig, aber nicht für Ionen, die ebenfalls den pH-Wert ändern können. Dadurch wird in der Bikarbonatlösung der pH-Wert nur durch CO2 variiert. Nach Eichung der Anordnung mit Testflüssigkeiten ist es dementsprechend möglich, durch Bestimmung der Spannung U den CO2-Druck kontinuierlich zu messen.

Bestimmung des Energieumsatzes (Grund- und Arbeitsumsatz)

Direkte Kalorimetrie
Prinzip
Tier oder Mensch werden in einem wärmeisolierten Raum untergebracht. Die vom Organismus abgegebene Wärme wird durch Eiswasser abgeführt, das durch ein Rohrsystem in den Wänden des Raums fließt. Die Durchflussmenge wird dabei so eingestellt, dass die Raumtemperatur konstant bleibt. Die gebildete Wärmemenge lässt sich dann aus der Temperatursteigerung und dem Durchflussvolumen des Wassers berechnen. Sie ist ein Maß für den Energieumsatz des Organismus und wird in Joule angegeben.
Kompensationskalorimeter
Bei den Kompensationskalorimetern werden 2 derartige Kammern verwendet, von denen die eine den zu untersuchenden Organismus enthält, während die andere leer bleibt. Beide Kammern sind durch eine Kapillare verbunden, die einen (gefärbten) Petroleumtropfen enthält. Temperatursteigerungen werden am Wandern des Petroleumtropfens (entsprechend der Ausdehnung der Luft) erkannt. Entsprechend wird Eiswasser zur Konstanthaltung der Raumtemperatur durch die Kühlschlingen geschickt. Wassermenge mal Temperaturdifferenz ergibt auch hier die produzierte Wärmemenge.
Indirekte Kalorimetrie
Beim Menschen wird der Energieumsatz in der Regel mit der Methode der indirekten Kalorimetrie bestimmt, die auf der Messung des Sauerstoffverbrauchs (O2-Aufnahme pro Zeiteinheit) beruht. Neben der O2-Aufnahme muss bei diesem Verfahren die CO2-Abgabe bekannt sein, um über den respiratorischen Quotienten (RQ) das energetische Äquivalent des Sauerstoffs zu bestimmen. Wird auf eine direkte Messung der CO2-Abgabe verzichtet, kann man auch ohne großen Fehler einen durchschnittlichen RQ von 0,82 und damit ein energetisches Äquivalent des Sauerstoffs von 20,2 kJ/l (4,83 kcal/l) zugrunde legen. Der O2-Verbrauch kann mit Anordnungen im geschlossenen und offenen System gemessen werden.
Geschlossenes System
Bei der Messung im geschlossenen System atmet die Versuchsperson reinen Sauerstoff aus einem Spirometer ein. Die Ausatmungsluft wird über ein CO2-Absorptionsgefäß in das Spirometer zurückgeleitet (Abb. E22.23). Bei dieser Anordnung vermindert sich das Spirometervolumen um die aufgenommene O2-Menge, die mit einer Registrieranordnung direkt erfasst werden kann. Zur Berechnung des Energieumsatzes aus dem O2-Verbrauch muss das spirometrisch bestimmte O2-Volumen zunächst auf Standardbedingungen zurückgeführt werden. Dabei finden Temperatur, der aktuelle Barometerstand und der Wasserdampfdruck Berücksichtigung (STPD-Bedingungen: „standard temperature pressure dry“). Das im Absorptionsmedium gebundene CO2 kann nach Abschluss der Messperiode z.B. durch Zusatz von H2SO4 wieder freigesetzt und zur Bestimmung des RQ (ebenso wie die aufgenommene O2-Menge) in Volumeneinheiten angegeben werden. Der Energieumsatz ergibt sich dann aus dem Produkt aus aufgenommener O2-Menge und energetischem Äquivalent des O2.
Offenes System
Bei der Messung im offenen System atmet die Versuchsperson über ein Mundstück atmosphärische Luft ein. Die Ausatmungsluft wird über ein Ventil auf getrenntem Wege in ein Sammelgefäß geleitet. Dabei wird zugleich das Zeitvolumen der Ausatmungsluft mit einer Gasuhr gemessen. Der O2- und CO2-Gehalt der eingeatmeten atmosphärischen Luft ist bekannt. In der ausgeatmeten Luft lassen sich die entsprechenden O2- und CO2-Konzentrationen durch eine Luftgasanalyse bestimmen. Aus den Differenzen des O2- bzw. CO2-Gehalts in der Ein- und Ausatmungsluft können O2-Aufnahme und CO2-Abgabe direkt berechnet werden.

Bildgebende Verfahren

MEG
Das Magnetenzephalogramm (MEG) entsteht durch die Aktivierung von Synapsen und damit verbundene transmembranale Ströme, die ihrerseits Ströme im Extrazellulärraum (s. Feldpotenzialentstehung) und entlang der Membran im Intrazellulärraum verursachen (Kap. 6.1, Abb. 6.1). Der elektrotonische Strom innerhalb der Zelle bedingt wie Strom in einem Kabel die Entstehung eines Magnetfeldes. Dieses kann mit Spulen, deren Empfindlichkeit durch Kühlung mit Stickstoff erheblich heraufgesetzt wird, in speziell abgeschirmten Räumen registriert werden. Veränderungen des MEG beruhen also auf neuronaler Aktivität und erlauben so, diese nichtinvasiv zu messen.
PET
Die Positronenemissionstomografie (PET) ist ein bildgebendes Verfahren unter Einsatz von Radioisotopen (Kap. 6.1).
Isotope
Isotope sind Atomarten eines chemischen Elements, bei dem zwar die Ordnungszahl gleichbleibend ist, die Anzahl der Neutronen aber – und damit seine Masse – variieren kann. Sie werden durch Kennzeichnung ihrer Massezahl am chemischen Symbol beschrieben, so z.B. sind 12C, 13C und 14C die Isotope des Kohlenstoffs. Bis auf wenige sog. Reinelemente kommen alle chemischen Elemente als natürliches Gemisch von Isotopen vor.
Radioisotope
Neben stabilen, natürlich vorkommenden Isotopen gibt es auch instabile, natürliche oder künstlich erzeugte Isotope, sog. Radioisotope. Diese zerfallen unter Abgabe radioaktiver Strahlung in unterschiedlicher Zeit, die von Sekunden bis Jahrhunderten variieren kann. Für medizinische Einsätze sind insbesondere kurzlebige künstliche Radioisotope von Bedeutung, da sie durch funktionsbedingte Anreicherung in bestimmten Organen zu Bildgebungszwecken erfasst werden können. Darauf beruhen z.B. die
  • Szintigrafie (z.B. zur Darstellung der Jodanreicherung in der Schilddrüse mit 123J oder 131J),

  • Positronenemissionstomografie (PET, z.B. zur Darstellung der Hirndurchblutung mit 15O) oder

  • Single-Photon-Emissionscomputertomografie (SPECT, ähnlich wie PET, aber unter Einsatz konventioneller und längerlebiger Gammastrahler).

Medizinische Radionuklide werden als längerlebige Nuklide z.B. in Kernreaktoren und als kurzlebige Nuklide in ringförmigen Beschleunigern (Zyklotronen) gewonnen.
MRT
Die Magnetresonanztomografie (MRT, Kernspintomografie) ist ein bildgebendes Verfahren, bei dem Protonen durch ein starkes Magnetfeld an diesem Feld ausgerichtet werden (s.a. Kap. 6.1). Protonen haben die Eigenschaft, sich ähnlich einem Kreisel um die eigene Achse zu drehen (Abb. E22.24). Da sie selbst leicht magnetisch wirken, entsteht aus dieser Drehung (Kernspin) ein Magnetfeld. Dies lässt sich normalerweise jedoch nicht erfassen, weil die Drehachsen der Protonen ungeordnet sind (Abb. E22.24a) und sich damit die verschiedenen Magnetfelder in ihrer Gesamtwirkung aufheben. Unter dem Einfluss eines starken Magnetfeldes allerdings lassen sich die Spinachsen in Längsrichtung des Magnetfeldes ausrichten. Dabei halten sie sich allerdings nicht ganz stabil in dieser Achse, sondern „wackeln“ leicht beim Drehen. Die Frequenz, mit der dies geschieht (Präzessionswinkelgeschwindigkeit) ist die Resonanzfrequenz der Protonen (Larmor-Frequenz). Sie ist abhängig von der Magnetfeldstärke. Setzt man die Protonen nun einer Radiofrequenzstrahlung im Bereich der Larmor-Frequenz, also ihrer Resonanzfrequenz, aus, so verstärkt sich das „Wackeln“, und schließlich springen weniger energiereiche Kerne in einen energiereicheren Zustand um, indem sie nunmehr nicht nur um die Längs-, sondern zum Teil um die Querrichtung präzedieren (Klappung um 90°) oder sich gar um 180° klappen. Damit bildet sich neben dem Magnetfeld in Längsrichtung noch eines in Querrichtung aus. Nach Abschalten der Radiofrequenzeinstrahlung relaxieren die „erregten“ Kerne in exponentieller Weise wieder, d.h., sie fallen auf ein niedriges Energieniveau und orientieren sich wieder in Längsrichtung des künstlichen Magnetfeldes. Die Veränderung des spininduzierten Magnetfeldes in Längsrichtung (T1, Wiederanstieg) und in Querrichtung (T2, Abnahme) kann nunmehr über Spulen gemessen werden. Charakteristischerweise ist die Relaxierungszeit von T1 stets größer oder gleich T2. Dadurch, dass unterschiedliche Gewebetypen auch unterschiedlich viel Wasser (Protonen) enthält, können sie voneinander abgegrenzt werden, wobei auch Längs- (T1) und Quermagnetisierungszeiten (T2) ebenfalls von der Gewebeart abhängen und man so jeweils eher T1- oder T2-Gewichtungen betrachtet.

Nichtoptische Abtastverfahren

Rasterkraftmikroskopie
Die Rasterkraftmikroskopie („atomic force microscopy“, AFM) ist ein nichtoptisches, hochauflösendes Messverfahren zur Erfassung von Oberflächenstrukturen im Nanometer- bzw. Molekülbereich. Hierzu wird ein Federhebelarm verwendet, dessen scharfe Spitze, üblicherweise aus Silikon, die Größe eines oder weniger Silikonmoleküle aufweist. Diese Spitze wird nahe an die zu untersuchende Probe gebracht, bis Van-der-Waals-Kräfte aus der Interaktion zwischen Tastspitze und Probe den flexiblen Hebelarm durchbiegen. Da sich bei einer Feder der Grad der Biegung und die dazu notwendige Kraft proportional verhalten, kann aus der Auslenkung des Hebelarms auf die Größe der Van-der-Waals-Kräfte und damit auf die Distanz zwischen Tastspitze und Probe geschlossen werden. Die Auslenkung des Hebelarms wird mit einem Laser oder über piezoelektrische Techniken gemessen. Wird der Abstand zwischen Tastspitze und Probe durch einen Rückkoppelungsregelkreis konstant gehalten, so entspricht der Verfahrweg, den die Spitze dazu in senkrechter Richtung bewegt werden muss, den Oberflächenkonturen der Probe. Eine zeilenweise Abtastung lässt so berührungsfrei ein dreidimensionales Bild des Untersuchungsobjektes in molekularer Auflösung entstehen.

Optische Verfahren

Fluoreszenzmikroskopie
Fluoreszenz ist ein optisches Phänomen, bei dem ein Molekül durch Aufnahme eines höherenergetischen Photons kurzer Wellenlänge in einen angeregten Zustand versetzt wird und diesen unter Abgabe eines niedriger energetischen Photons längerer Wellenlänge wieder verlässt. Die Energiedifferenz wird als Wärme abgegeben; hierbei fallen in biologischen Präparaten häufig auch freie Radikale an (Phototoxizität). Fluoreszenzfähige Moleküle bezeichnet man als Fluorophore.
Da die Wellenlängen des Anregungslichts (häufig im ultravioletten Bereich) immer niedriger sind als die des Fluoreszenzlichts (sog. Stokes-Shift), kann das vom Fluorophor emittierte Licht mithilfe optischer Filter vom Anregungslicht getrennt werden. Hierzu werden dichroitische Spiegel eingesetzt, die kurzwelliges Licht reflektieren und langwelliges Licht passieren lassen (Strahlengang s. konfokale Mikroskopie, Abb. E22.25). Fluorophore können an Antikörper gebunden sein und so die optische Identifizierung bestimmter Moleküle ermöglichen. Sie können aber ihrerseits auch bestimmte Moleküle oder Ionen (z.B. Ca2+) binden und in Abhängigkeit der Konzentration des gesuchten Moleküls/Ions ihre Fluoreszenzeigenschaften (z.B. Anregungswellenlänge) ändern. So können u.a. intrazelluläre Ionenkonzentrationen gemessen werden.
Konfokale Mikroskopie
Die konfokale Mikroskopie ist ein Fluoreszenzmikroskopierverfahren, bei dem zur Verbesserung der Tiefenschärfe und zur Ausblendung von Streulicht als Anregungslichtquelle zum einen ein Laser und zum anderen eine Lochblende eingesetzt werden.
Prinzip
Wie bei der konventionellen Fluoreszenzmikroskopie wird die Probe mit Anregungslicht im Auflichtverfahren beleuchtet (Abb. E22.25). In diesem Fall ist der dichroitische Spiegel für das kurzwellige Anregungslicht durchlässig. Im Präparat werden Fluorophore durch das Licht angeregt und emittieren Fluoreszenz niedrigerer Energie/längerer Wellenlänge. Dieses (und nicht das Anregungslicht) wird vom dichroitischen Spiegel auf einen Detektor (Kamera) reflektiert. Im Unterschied zur konventionellen Fluoreszenzmikroskopie passiert das Licht vorher eine Lochblende – und zwar lediglich jene Anteile, die von Fluorophoren aus der Brennebene stammen. Licht aus anderen optischen Ebenen wird nicht in der Lochblende auf einem Punkt abgebildet und kann folglich hinter der Blende kein scharfes Bild entstehen lassen.
Zwei-Photonen-konfokale Mikroskopie
Um das Problem der Phototoxizität zu minimieren und höhere Tiefenschärfe zu erreichen, wurde die Zwei-Photonen-konfokale Mikroskopie entwickelt. Zur Anregung dient hier längerwelliges Licht, das weniger streut und weniger phototoxisch wirkt. Da in diesem Verfahren ein Photon des nunmehr energieärmeren Lichtes nicht mehr zur Anregung der Fluorophore ausreicht, sondern mindestens 2 Photonen absorbiert werden müssen, ist dies mit hoher Wahrscheinlichkeit nur in der Brennebene gegeben. Dies erhöht die Tiefenschärfe.

Molekularbiologische Verfahren

Polymerasekettenreaktion
Die Polymerasekettenreaktion („polymerase chain reaction“; PCR) dient der selektiven Vervielfältigung eines gesuchten DNA-Abschnitts innerhalb einer gemischten DNA-Probe (cDNA). Hierzu werden flankierend zum gesuchten DNA-Fragment sog. Primer, d.h. kurze, komplementäre DNA-Stücke, konstruiert, die als Ausgangsbausteine für eine Kopiertätigkeit der DNA-Polymerase dienen.
Die cDNA wird zunächst denaturiert, d.h., ihre Stränge werden durch Hitzeeinwirkung getrennt (Abb. E22.26). Dann können die Primer bei niedriger Temperatur binden und die Polymerase ihre Arbeit aufnehmen. Durch mehrfache Wiederholung dieser Prozedur verdoppelt sich mit jedem Zyklus die Anzahl der Kopiervorlagen der gesuchten DNA, während eine Vervielfältigung längerer DNA-Stränge lediglich von der Ausgangs-cDNA geschehen kann. Dadurch wird der gesuchte DNA-Abschnitt in geometrischer, die übrige DNA lediglich in arithmetischer Reihe vervielfältigt.
Southern-Blot
Der Southern-Blot ist eine Methode nach Edwin Southern zur Identifizierung bestimmter DNA-Fragmente innerhalb einer elektrophoretisch aufgetrennten DNA-Probe. Nach Denaturierung der DNA (Aufspaltung der Doppelstränge) durch alkalische Lösung wird auf das Gel eine weitere Membran gleichmäßig aufgelegt (Nylon oder Nitrozellulose), an die sich die nunmehr als Einzelstränge vorliegende DNA anlagert. Eine Bindung wird durch Erhitzen oder ultraviolette Bestrahlung erreicht. Der Zielabschnitt der DNA kann nunmehr mit einer Hybridisierungsprobe (komplementäre DNA, markiert mit radioaktiven Nukleinsäuren oder mit einem Fluorophor (s. Fluoreszenzmikroskopie, Kap. E22.9) identifiziert werden, da die Hybridisierungsprobe nur an diesen Abschnitt bindet.
Western-Blot (Immunoblot)
Die Methode wurde von W. Neal Burnette eingeführt und in Anlehnung an den Southern-Blot scherzhaft Western-Blot genannt, weil auch in diesem Fall Zielmoleküle auf Nitrozellulosemembranen übertragen werden. Der Western-Blot dient der Identifizierung eines bestimmten Proteins (statt DNA wie beim Southern-Blot) innerhalb einer durch Gel-Elektrophorese aufgetrennten Proteinprobe. Das gesuchte Protein wird mithilfe spezifischer (fluoreszenzmarkierter) Antikörper identifiziert.
Northern-Blot
Bei dieser Methode wird ein bestimmtes RNA-Fragment zur Analyse der Genexpression identifiziert. Die Anwendung folgt im Prinzip der Methode des Southern-Blots; die Denaturierung der RNA wird mit Formaldehyd erreicht. Sogenannte DNA-Mikroarrays machen sich eine spiegelbildliche Technik zunutze: Als Sonde dient eine Matrix mit spezifischen DNA-Fragmenten, die mit RNA aus einer Probe hybridisiert wird und so eine gleichzeitige Untersuchung der Genexpression mehrerer Dutzend bis Hundert Gene in einem Gewebe erlaubt.

Quellen

[22.1]

Modifiziert nach: E. Schütz H. Caspers E.-J. Speckmann Physiologie 1982 Urban & Schwarzenberg München

[22.2]

Modifiziert nach: W. Böcker H. Denk P.U. Heitz Pathologie 3. Aufl. 2004 Urban & Fischer München

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